Abstract Severe Acute Respiratory Syndrome-Coronavirus 2 (SARS-Cov-2) has caused over 5,000,000 cases of Coronavirus disease (COVID-19) with significant fatality rate. 1–3 Due to the urgency of this global pandemic, numerous therapeutic and vaccine trials have begun without customary safety and efficacy studies. 4 Laboratory mice have been the stalwart of these types of studies; however, they do not support infection by SARS-CoV-2 due to the inability of its spike (S) protein to engage the mouse ortholog of its human entry receptor angiotensin-converting enzyme 2 (hACE2). While hACE2 transgenic mice support infection and pathogenesis, 5 these mice are currently limited in availability and are restricted to a single genetic background. Here we report the development of a mouse model of SARS-CoV-2 based on adeno associated virus (AAV)-mediated expression of hACE2. These mice support viral replication and antibody production and exhibit pathologic findings found in COVID-19 patients as well as non-human primate models. Moreover, we show that type I interferons are unable to control SARS-CoV2 replication and drive pathologic responses. Thus, the hACE2-AAV mouse model enables rapid deployment for in-depth analysis following robust SARS-CoV-2 infection with authentic patient-derived virus in mice of diverse genetic backgrounds. This represents a much-needed platform for rapidly testing prophylactic and therapeutic strategies to combat COVID-19.

COVID-19 pathogen SARS-CoV-2 has infected hundreds of millions and caused over 5 million deaths to date. Although multiple vaccines are available, breakthrough infections occur especially by emerging variants. Effective therapeutic options such as monoclonal antibodies (mAbs) are still critical. Here, we report the development, cryo-EM structures, and functional analyses of mAbs that potently neutralize SARS-CoV-2 variants of concern. By high-throughput single cell sequencing of B cells from spike receptor binding domain (RBD) immunized animals, we identified two highly potent SARS-CoV-2 neutralizing mAb clones that have single-digit nanomolar affinity and low-picomolar avidity, and generated a bispecific antibody. Lead antibodies showed strong inhibitory activity against historical SARS-CoV-2 and several emerging variants of concern. We solved several cryo-EM structures at ∼3 Å resolution of these neutralizing antibodies in complex with prefusion spike trimer ectodomain, and revealed distinct epitopes, binding patterns, and conformations. The lead clones also showed potent efficacy in vivo against authentic SARS-CoV-2 in both prophylactic and therapeutic settings. We also generated and characterized a humanized antibody to facilitate translation and drug development. The humanized clone also has strong potency against both the original virus and the B.1.617.2 Delta variant. These mAbs expand the repertoire of therapeutics against SARS-CoV-2 and emerging variants.

Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is the cause of a pandemic with growing global mortality. There is an urgent need to understand the molecular pathways required for host infection and anti-viral immunity. Using comprehensive identification of RNA-binding proteins by mass spectrometry (ChIRP-MS), we identified 309 host proteins that bind the SARS-CoV-2 RNA during active infection. Integration of this data with viral ChIRP-MS data from three other positive-sense RNA viruses defined pan-viral and SARS-CoV-2-specific host interactions. Functional interrogation of these factors with a genome-wide CRISPR screen revealed that the vast majority of viral RNA-binding proteins protect the host from virus-induced cell death, and we identified known and novel anti-viral proteins that regulate SARS-CoV-2 pathogenicity. Finally, our RNA-centric approach demonstrated a physical connection between SARS-CoV-2 RNA and host mitochondria, which we validated with functional and electron microscopy data, providing new insights into a more general virus-specific protein logic for mitochondrial interactions. Altogether, these data provide a comprehensive catalogue of SARS-CoV-2 RNA-host protein interactions, which may inform future studies to understand the mechanisms of viral pathogenesis, as well as nominate host pathways that could be targeted for therapeutic benefit.· ChIRP-MS of SARS-CoV-2 RNA identifies a comprehensive viral RNA-host protein interaction network during infection across two species· Comparison to RNA-protein interaction networks with Zika virus, dengue virus, and rhinovirus identify SARS-CoV-2-specific and pan-viral RNA protein complexes and highlights distinct intracellular trafficking pathways· Intersection of ChIRP-MS and genome-wide CRISPR screens identify novel SARS-CoV-2-binding proteins with pro- and anti-viral function· Viral RNA-RNA and RNA-protein interactions reveal specific SARS-CoV-2-mediated mitochondrial dysfunction during infection.

Abstract T follicular helper (Tfh) cells are the conventional drivers of protective, germinal center (GC)-based antiviral antibody responses. However, loss of Tfh cells and GCs has been observed in patients with severe COVID-19. As T cell-B cell interactions and immunoglobulin class switching still occur in these patients, non-canonical pathways of antibody production may be operative during SARS-CoV-2 infection. We found that both Tfh-dependent and -independent antibodies were induced against SARS-CoV-2 as well as influenza A virus. Tfh-independent responses were mediated by a population we call lymph node (LN)-Th1 cells, which remain in the LN and interact with B cells outside of GCs to promote high-affinity but broad-spectrum antibodies. Strikingly, antibodies generated in the presence and absence of Tfh cells displayed similar neutralization potency against homologous SARS-CoV-2 as well as the B.1.351 variant of concern. These data support a new paradigm for the induction of B cell responses during viral infection that enables effective, neutralizing antibody production to complement traditional GCs and even compensate for GCs damaged by viral inflammation. One-Sentence Summary Complementary pathways of antibody production mediate neutralizing responses to SARS-CoV-2.

ABSTRACT Noroviruses are a leading cause of gastrointestinal infection in humans and mice. Understanding human norovirus (HuNoV) cell tropism has important implications for our understanding of viral pathogenesis. Murine norovirus (MNoV) is extensively used as a surrogate model for HuNoV. We previously identified CD300lf as the receptor for MNoV. Here, we generated a Cd300lf conditional knockout ( CD300lf F/F ) mouse to elucidate the cell tropism of persistent and non-persistent strains of murine norovirus. Using this mouse model, we demonstrate that CD300lf expression on intestinal epithelial cells (IECs), and on tuft cells in particular, is essential for transmission of the persistent MNoV strain CR6 (MNoV CR6 ) in vivo . In contrast, the nonpersistent MNoV strain CW3 (MNoV CW3 ) does not require CD300lf expression on IECs for infection. However, deletion of CD300lf in myelomonocytic cells ( LysM Cre+) partially reduces CW3 viral load in lymphoid and intestinal tissues. Disruption of CD300lf expression on B cells ( CD19 Cre ), neutrophils ( Mrp8 Cre ), and dendritic cells ( CD11c Cre ) did not affect CW3 viral RNA levels. Finally, we show that the transcription factor STAT1, which is critical for the innate immune response, partially restricts the cell tropism of MNoV CW3 to LysM+ cells. Taken together, these data demonstrate that CD300lf expression on tuft cells is essential for MNoV CR6 , that myelomonocytic cells are a major, but not exclusive, target cell of MNoV CW3 , and that STAT1 signaling restricts the cellular tropism of MNoV CW3 . This provides the first genetic system to study the cell type-specific role of CD300lf in norovirus pathogenesis. IMPORTANCE Human noroviruses (HuNoVs) are a leading cause of gastroenteritis resulting in up to 200,000 deaths each year. The receptor and cell tropism of HuNoV in immunocompetent humans are unclear. We use murine norovirus (MNoV) as a model for HuNoV. We recently identified CD300lf as the sole physiologic receptor for MNoV. Here, we leverage this finding to generate a Cd300lf conditional knockout mouse to decipher the contributions of specific cell types to MNoV infection. We demonstrate that persistent MNoV CR6 requires CD300lf expression on tuft cells. In contrast, multiple CD300lf+ cell types, dominated by myelomonocytic cells, are sufficient for non-persistent MNoV CW3 infection. CD300lf expression on epithelial cells, B cells, neutrophils, and dendritic cells is not critical for MNoV CW3 infection. Mortality associated with MNoV CW3 strain in Stat1 -/- mice does not require CD300lf expression on LysM+ cells, highlighting that both CD300lf receptor expression and innate immunity regulate MNoV cell tropism in vivo .

Murine norovirus (MNoV) is an important model of human norovirus (HNoV) and mucosal virus infection more broadly. Viral receptor utilization is a major determinant of cell tropism, host range, and pathogenesis. The bona fide receptor for HNoV is unknown. Recently, we identified CD300lf as a proteinaceous receptor for MNoV. Interestingly, its paralogue CD300ld was also sufficient for MNoV infection in vitro . Here we explored whether CD300lf is the sole physiologic receptor in vivo and whether HNoV can use a CD300 ortholog as an entry receptor. We report that both CD300ld and CD300lf are sufficient for infection by diverse MNoV strains in vitro . We further demonstrate that CD300lf is essential for both oral and parenteral MNoV infection and to elicit anti-MNoV humoral responses in vivo . In mice deficient in STAT1 signaling, CD300lf is required for MNoV-induced lethality. However, after high dose intraperitoneal challenge with MNoV in Cd300lf −/− Stat1 −/− mice a single amino acid mutation in the MNoV capsid protein emerged. This substitution did not alter receptor utilization in vitro . Finally, we demonstrate that human CD300lf (huCD300lf) is not essential for HNoV infection, nor does huCD300lf inhibit binding of HNoV virus-like particles to glycans. Thus, we report huCD300lf is not a receptor for HNoV.Author Summary Human norovirus is the leading cause of non-bacterial gastroenteritis causing up to 200,000 deaths each year. How human norovirus enters cells is unknown. Because human norovirus is difficult to grow in the laboratory and in small animals, we use mouse or murine norovirus as a model system. We recently discovered that murine norovirus can use the either CD300ld or CD300lf as a receptor in vitro . We also showed that CD300lf deficient mice were resistant to oral challenge with a single virus strain. Here we determined that CD300lf is essential for infection of diverse murine norovirus strains in cell lines and in mice with normal immune systems demonstrating it’s the primary physiologic receptor for diverse murine norovirus strains independent of infection route. However, in immunodeficient mice injected with high dose virus directly into the abdominal cavity, we observed a norovirus mutant that enabled CD300lf-independent infection. Finally, we demonstrated that human CD300lf is not the elusive receptor for human norovirus.

ABSTRACT Identifying host genes essential for severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) has the potential to reveal novel drug targets and further our understanding of coronavirus disease 2019 (COVID-19). We previously performed a genome-wide CRISPR/Cas9 screen to identify pro-viral host factors for highly pathogenic human coronaviruses. Very few host factors were required by diverse coronaviruses across multiple cell types, but DYRK1A was one such exception. Although its role in coronavirus infection was completely unknown, DYRK1A encodes D ual Specificity T y rosine Phosphorylation R egulated K inase 1A and regulates cell proliferation, and neuronal development, among other cellular processes. Interestingly, individuals with Down syndrome overexpress DYRK1A 1.5-fold and exhibit 5-10x higher hospitalization and mortality rates from COVID-19 infection. Here, we demonstrate that DYRK1A regulates ACE2 and DPP4 transcription independent of its catalytic kinase function to support SARS-CoV, SARS-CoV-2, and MERS-CoV entry. We show that DYRK1A promotes DNA accessibility at the ACE2 promoter and a putative distal enhancer, facilitating transcription and gene expression. Finally, we validate that the pro-viral activity of DYRK1A is conserved across species using cells of monkey and human origin and an in vivo mouse model. In summary, we report that DYRK1A is a novel regulator of ACE2 and DPP4 expression that may dictate susceptibility to multiple highly pathogenic human coronaviruses. Whether DYRK1A overexpression contributes to heightened COVID-19 severity in individuals with Down syndrome through ACE2 regulation warrants further future investigation.

SARS-CoV-2, the causative agent of COVID-19, has tragically burdened individuals and institutions around the world. There are currently no approved drugs or vaccines for the treatment or prevention of COVID-19. Enhanced understanding of SARS-CoV-2 infection and pathogenesis is critical for the development of therapeutics. To reveal insight into viral replication, cell tropism, and host-viral interactions of SARS-CoV-2 we performed single-cell RNA sequencing of experimentally infected human bronchial epithelial cells (HBECs) in air-liquid interface cultures over a time-course. This revealed novel polyadenylated viral transcripts and highlighted ciliated cells as a major target of infection, which we confirmed by electron microscopy. Over the course of infection, cell tropism of SARS-CoV-2 expands to other epithelial cell types including basal and club cells. Infection induces cell-intrinsic expression of type I and type III IFNs and IL6 but not IL1. This results in expression of interferon-stimulated genes in both infected and bystander cells. We observe similar gene expression changes from a COVID-19 patient ex vivo. In addition, we developed a new computational method termed CONditional DENSity Embedding (CONDENSE) to characterize and compare temporal gene dynamics in response to infection, which revealed genes relating to endothelin, angio-genesis, interferon, and inflammation-causing signaling pathways. In this study, we conducted an in-depth analysis of SARS-CoV-2 infection in HBECs and a COVID-19 patient and revealed genes, cell types, and cell state changes associated with infection.

Abstract Cas12a is a gene-editing tool that simplifies multiplexed gene targeting through its RNase activity, enabling maturation of individual crRNAs from a pre-crRNA-encoding RNA. Here, we present a mouse model that constitutively expresses enhanced Acidaminococcus sp. Cas12a ( enAsCas12a ) linked to an mCherry fluorescent reporter. We demonstrate efficient single and multiplexed gene-editing in cells from enAsCas12a KI mice. To test in vivo activity, we transduced haematopoietic stem cells from E μ -Myc T/+ ;enAsCas12a KI/+ animals with Trp53 -targeting pre-crRNAs followed by transplantation into irradiated recipient animals. Tumour development was accelerated and TRP53 protein lost. We generated compact, genome-wide Cas12a knockout libraries targeting each gene with four guide RNAs encoded on two (Menuetto) or one (Scherzo) vector. Introducing these libraries into E μ -Myc T/+ ;enAsCas12a KI/+ lymphoma cells followed by treatment with an MCL-1 inhibitor (S63845) or TRP53-inducer (nutlin-3a) identified known and novel drug resistance genes. Finally, we demonstrate simultaneous gene knockouts ( Trp53 or combined Bax/Bak ) and activation ( Cd19 ) in primary T cells and mouse dermal fibroblasts from crosses of our enAsCas12a and CRISPR activation models ( dCas9a-SAM ). Our enAsCas12a mouse model and accompanying libraries enhance genome engineering capabilities and complements current CRISPR technologies.

Identification of host genes essential for SARS-CoV-2 infection may reveal novel therapeutic targets and inform our understanding of COVID-19 pathogenesis. Here we performed a genome-wide CRISPR screen with SARS-CoV-2 and identified known SARS-CoV-2 host factors including the receptor ACE2 and protease Cathepsin L. We additionally discovered novel pro-viral genes and pathways including the SWI/SNF chromatin remodeling complex and key components of the TGF-β signaling pathway. Small molecule inhibitors of these pathways prevented SARS-CoV-2-induced cell death. We also revealed that the alarmin HMGB1 is critical for SARS-CoV-2 replication. In contrast, loss of the histone H3.3 chaperone complex sensitized cells to virus-induced death. Together this study reveals potential therapeutic targets for SARS-CoV-2 and highlights host genes that may regulate COVID-19 pathogenesis.