A hallmark of RNA silencing is a class of approximately 22-nucleotide RNAs that are processed from double-stranded RNA precursors by Dicer. Accurate processing by Dicer is crucial for the functionality of microRNAs (miRNAs). The current model posits that Dicer selects cleavage sites by measuring a set distance from the 3′ overhang of the double-stranded RNA terminus. Here we report that human Dicer anchors not only the 3′ end but also the 5′ end, with the cleavage site determined mainly by the distance (∼22 nucleotides) from the 5′ end (5′ counting rule). This cleavage requires a 5′-terminal phosphate group. Further, we identify a novel basic motif (5′ pocket) in human Dicer that recognizes the 5′-phosphorylated end. The 5′ counting rule and the 5′ anchoring residues are conserved in Drosophila Dicer-1, but not in Giardia Dicer. Mutations in the 5′ pocket reduce processing efficiency and alter cleavage sites in vitro. Consistently, miRNA biogenesis is perturbed in vivo when Dicer-null embryonic stem cells are replenished with the 5′-pocket mutant. Thus, 5′-end recognition by Dicer is important for precise and effective biogenesis of miRNAs. Insights from this study should also afford practical benefits to the design of small hairpin RNAs. The microRNAs (miRNAs) prominently involved in gene silencing in plants and animals are typically about 22 nucleotides long. They are produced by sequential cleavage of a longer precursor by two ribonucleases, one of which is Dicer. It was thought that Dicer uses a 'ruler' mechanism, measuring the length from the 3′ end of the double-stranded RNA to make the cleavage that releases the functional 22-nucleotide RNA. Here, V. Narry Kim and colleagues show that Dicer contains a pocket to bind the precursor's phosphorylated 5′ end, and that cleavage is in fact measured by counting the distance from this end. Mutation of the 5′ pocket in Dicer affects miRNA processing in vivo, indicating the importance of this counting mechanism.

Global investigation of the 3′ extremity of mRNA (3′-terminome), despite its importance in gene regulation, has not been feasible due to technical challenges associated with homopolymeric sequences and relative paucity of mRNA. We here develop a method, TAIL-seq, to sequence the very end of mRNA molecules. TAIL-seq allows us to measure poly(A) tail length at the genomic scale. Median poly(A) length is 50–100 nt in HeLa and NIH 3T3 cells. Poly(A) length correlates with mRNA half-life, but not with translational efficiency. Surprisingly, we discover widespread uridylation and guanylation at the downstream of poly(A) tail. The U tails are generally attached to short poly(A) tails (<25 nt), while the G tails are found mainly on longer poly(A) tails (>40 nt), implicating their generic roles in mRNA stability control. TAIL-seq is a potent tool to dissect dynamic control of mRNA turnover and translational control, and to discover unforeseen features of RNA cleavage and tailing.

Abstract MicroRNAs (miRNAs) modulate diverse biological and pathological processes via post-transcriptional gene silencing. High-throughput small RNA sequencing (sRNA-seq) has been widely adopted to investigate the functions and regulatory mechanisms of miRNAs. However, accurate quantification has been limited owing to the severe ligation bias in conventional sRNA-seq methods. Here we present a high-throughput protocol, termed AQ-seq (accurate quantification by sequencing), that utilizes adapters with terminal degenerate sequences and a high concentration of polyethylene glycol (PEG), which removes the ligation bias during library preparation. By accurately measuring miRNAs and their variants (known as isomiRs), we identify alternatively processed miRNAs and correct the 5′ end usage and strand preference that have been misannotated. We also uncover highly modified miRNAs that are uridylated and adenylated. Taken together, AQ-seq reveals the complexity of the miRNA isoform landscape, allowing us to refine miRNA annotation and to advance our understanding of miRNA regulation. Furthermore, AQ-seq can be adopted to improve other ligation-based sequencing methods including crosslinking-immunoprecipitation-sequencing (CLIP-seq) and ribosome profiling (Ribo-seq).

SARS-CoV-2 is a betacoronavirus that is responsible for the COVID-19 pandemic. The genome of SARS-CoV-2 was reported recently, but its transcriptomic architecture is unknown. Utilizing two complementary sequencing techniques, we here present a high-resolution map of the SARS-CoV-2 transcriptome and epitranscriptome. DNA nanoball sequencing shows that the transcriptome is highly complex owing to numerous recombination events, both canonical and noncanonical. In addition to the genomic RNA and subgenomic RNAs common in all coronaviruses, SARS-CoV-2 produces a large number of transcripts encoding unknown ORFs with fusion, deletion, and/or frameshift. Using nanopore direct RNA sequencing, we further find at least 41 RNA modification sites on viral transcripts, with the most frequent motif being AAGAA. Modified RNAs have shorter poly(A) tails than unmodified RNAs, suggesting a link between the internal modification and the 3′ tail. Functional investigation of the unknown ORFs and RNA modifications discovered in this study will open new directions to our understanding of the life cycle and pathogenicity of SARS-CoV-2.Highlights

Abstract The 3’ terminal oligo-uridylation, a post-transcriptional mRNA modification, is conserved among eukaryotes and drives mRNA degradation, thereby affecting several key biological processes such as animal development and viral infection. Our TAIL-seq experiment of mouse liver mRNA collected from six zeitgeber times reveals transcripts with rhythmic poly(A) tail lengths and demonstrates that overall 3’ terminal uridylation frequencies at mRNA poly(A) tail very-ends undergo rhythmic change. Consistently, major terminal uridylyl transferases, TUT4 and TUT7, have cycling protein expression in mouse liver corresponding to 3’ terminal uridylation rhythms, indicating that the cycling expression of TUTases correlates with the rhythmic pattern of uridylation. Furthermore, the double knockdown of TUT4 and TUT7 in U2OS cells lengthens the circadian period and decreases the rhythmic amplitude of clock gene expression. Our work thoroughly profiles the dynamic changes in poly(A) tail lengths and terminal modifications and uncovers uridylation as a post-transcriptional modulator in the mammalian circadian clock.