Abstract Potassium ions (K + ) play a critical role as an essential electrolyte in all biological systems. Here we report the crystal structure-guided optimization and directed evolution of an improved genetically encoded fluorescent K + biosensor, GINKO2. GINKO2 is highly sensitive and specific for K + and enables in vivo detection of K + dynamics in multiple species.

Abstract The fine control of synaptic function requires robust trans-synaptic molecular interactions. However, it remains poorly understood how the landscape of trans-synaptic bridges dynamically remodels to reflect functional states of the synapse. Here we developed novel optical tools to visualize in firing synapses the molecular behavior of a particular secreted trans-synaptic protein, LGI1, and its presynaptic receptor, ADAM23, and discovered that neuronal activity acutely rearranges the abundance of these proteins at the synaptic cleft. Surprisingly, LGI1 in synapses was not secreted, as described elsewhere, but exo- and endocytosed through its interaction with ADAM23. Activity-driven translocation of LGI1 facilitated the formation of trans-synaptic connections proportionally to the history of activity of the synapse, adjusting excitatory transmission to synaptic firing rates. Thus, our findings reveal that LGI1 abundance at the synaptic cleft can be acutely remodeled and serves as a critical point of activity-dependent control of synaptic function. Highlights – Neuronal activity translocates LGI1 and ADAM23 to the presynaptic surface – LGI1 and ADAM23 are not located in synaptic vesicles – Stable cleft localization of LGI1 depends on the history of synaptic activity – LGI1 abundance at the synaptic cleft controls glutamate release

Abstract To enable investigations of the emerging roles of cell-to-cell shuttling of L-lactate, we have developed an intensiometric green fluorescent genetically encoded biosensor for extracellular L-lactate. We demonstrate that this biosensor, designated eLACCO1.1, enables minimally invasive cellular resolution imaging of extracellular L-lactate in cultured mammalian cells and brain tissue.

Abstract l -Lactate is increasingly appreciated as a key metabolite and signaling molecule in mammals. To enable investigations of both the inter- and intra-cellular dynamics of l -Lactate, we develop a second-generation green fluorescent extracellular l -Lactate biosensor, designated eLACCO2.1, and a red fluorescent intracellular l -Lactate biosensor, designated R-iLACCO1. Compared to the first-generation eLACCO1.1 (Δ F / F = 1.5 in cultured neurons), eLACCO2.1 exhibits better membrane localization and fluorescence response (Δ F / F = 8.1 in cultured neurons) with faster response kinetics to extracellular l -Lactate on the surface of live mammalian cells. R-iLACCO1 and its affinity variants exhibit large fluorescence responses to changes in l -Lactate concentration in vitro (Δ F / F = 15 to 22) and in live mammalian cells (Δ F / F = 5.5 to 11). We demonstrate that these biosensors enable cellular-resolution imaging of extracellular and intracellular l -Lactate in cultured mammalian cells.

Abstract Intracellular levels of the amino acid aspartate are responsive to changes in metabolism in mammalian cells and can correspondingly alter cell function, highlighting the need for robust tools to measure aspartate abundance. However, comprehensive understanding of aspartate metabolism has been limited by the throughput, cost, and static nature of the mass spectrometry based measurements that are typically employed to measure aspartate levels. To address these issues, we have developed a GFP-based sensor of aspartate (jAspSnFR3), where the fluorescence intensity corresponds to aspartate concentration. As a purified protein, the sensor has a 20-fold increase in fluorescence upon aspartate saturation, with dose dependent fluorescence changes covering a physiologically relevant aspartate concentration range and no significant off target binding. Expressed in mammalian cell lines, sensor intensity correlated with aspartate levels measured by mass spectrometry and could resolve temporal changes in intracellular aspartate from genetic, pharmacological, and nutritional manipulations. These data demonstrate the utility of jAspSnFR3 and highlight the opportunities it provides for temporally resolved and high throughput applications of variables that affect aspartate levels.

Significance: Genetically encoded calcium ion (Ca2+) indicators (GECIs) are powerful tools for monitoring intracellular Ca2+ concentration changes in living cells and model organisms. In particular, GECIs have found particular utility for monitoring the transient increase of Ca2+ concentration that is associated with the neuronal action potential. However, the palette of highly optimized GECIs for imaging of neuronal activity remains relatively limited. Expanding the selection of available GECIs to include new colors and distinct photophysical properties could create new opportunities for in vitro and in vivo fluorescence imaging of neuronal activity. In particular, blue-shifted variants of GECIs are expected to have enhanced two-photon brightness, which would facilitate multiphoton microscopy. Aim: We describe the development and applications of T-GECO1 - a high-performance blue-shifted GECI based on the Clavularia sp.-derived mTFP1. Approach: We used protein engineering and extensive directed evolution to develop T-GECO1. We characterize the purified protein and assess its performance in vitro using one-photon excitation in cultured rat hippocampal neurons, in vivo using one-photon excitation fiber photometry in mice, and ex vivo using two-photon Ca2+ imaging in hippocampal slices. Results: The Ca2+-bound state of T-GECO1 has an excitation peak maximum of 468 nm, an emission peak maximum of 500 nm, an extinction coefficient of 49,300 M-1cm-1, a quantum yield of 0.83, and two-photon brightness approximately double that of EGFP. The Ca2+-dependent fluorescence increase is 15-fold and the apparent Kd for Ca2+ is 82 nM. With two-photon excitation conditions at 850 nm, T-GECO1 consistently enabled detection of action potentials with higher signal-to-noise (SNR) than a late generation GCaMP variant. Conclusion: T-GECO1 is a high performance blue-shifted GECI that, under two-photon excitation conditions, provides advantages relative to late generation GCaMP variants.

State-of-the-art GFP-based calcium indicators do not undergo efficient two-photon excitation at wavelengths above 1000 nm, for which inexpensive and powerful industrial femtosecond lasers are available. Here we report jYCaMP1, a yellow variant of jGCaMP7 that outperforms its parent in mice and flies at excitation wavelengths above 1000 nm and enables improved two-color calcium imaging with RFP-based indicators.

Here we design and optimize a genetically encoded fluorescent indicator, iAChSnFR, for the ubiquitous neurotransmitter acetylcholine, based on a bacterial periplasmic binding protein. iAChSnFR shows large fluorescence changes, rapid rise and decay kinetics, and insensitivity to most cholinergic drugs. iAChSnFR revealed large transients in a variety of slice and in vivo preparations in mouse, fish, fly and worm. iAChSnFR will be useful for the study of acetylcholine in all organisms.

Genetically encodable calcium ion (Ca2+) indicators (GECIs) based on green fluorescent proteins (GFP) are powerful tools for imaging of cell signaling and neural activity in model organisms. Following almost two decades of steady improvements in the Aequorea victoria GFP (avGFP)-based GCaMP series of GECIs, the performance of the most recent generation (i.e., GCaMP7) may have reached its practical limit due to the inherent properties of GFP. In an effort to sustain the steady progression towards ever-improved GECIs, we undertook the development of a new GECI based on the bright monomeric GFP, mNeonGreen (mNG). The resulting indicator, mNG-GECO1, is 60% brighter than GCaMP6s in vitro and provides comparable performance as demonstrated by imaging Ca2+ dynamics in cultured cells, primary neurons, and in vivo in larval zebrafish. These results suggest that mNG-GECO1 is a promising next-generation GECI that could inherit the mantle of GCaMP and allow the steady improvement of GECIs to continue for generations to come.

Abstract The fluorescent glutamate indicator iGluSnFR enables imaging of neurotransmission with genetic and molecular specificity. However, existing iGluSnFR variants exhibit saturating activation kinetics and are excluded from post-synaptic densities, limiting their ability to distinguish synaptic from extrasynaptic glutamate. Using a multi-assay screen in bacteria, soluble protein, and cultured neurons, we generated novel variants with improved kinetics and signal-to-noise ratios. We also developed surface display constructs that improve iGluSnFR’s nanoscopic localization to post-synapses. The resulting indicator, iGluSnFR3, exhibits rapid non-saturating activation kinetics and reports synaptic glutamate release with improved linearity and increased specificity versus extrasynaptic signals in cultured neurons. In mouse visual cortex, imaging of iGluSnFR3 at individual boutons reported single electrophysiologically-observed action potentials with high specificity versus non-synaptic transients. In vibrissal sensory cortex Layer 4, we used iGluSnFR3 to characterize distinct patterns of touch-evoked feedforward input from thalamocortical boutons and both feedforward and recurrent input onto L4 cortical neuron dendritic spines.