Hepatitis C virus (HCV) shows substantial nucleotide sequence diversity distributed throughout the viral genome, with many variants showing only 68 to 79% overall sequence similarity to one another. Phylogenetic analysis of nucleotide sequences derived from part of the gene encoding a non-structural protein (NS-5) has provided evidence for six major genotypes of HCV amongst a worldwide collection of 76 samples from HCV-infected blood donors and patients with chronic hepatitis. Many of these HCV types comprised a number of more closely related subtypes, leading to a current total of 11 genetically distinct viral populations. Phylogenetic analysis of other regions of the viral genome produced relationships between published sequences equivalent to those found in NS-5, apart from the more highly conserved 5′ non-coding region in which only the six major HCV types, but not subtypes, could be differentiated. A new nomenclature for HCV variants is proposed in this communication that reflects the two-tiered nature of sequence differences between different viral isolates. The scheme classifies all known HCV variants to date, and describes criteria that would enable new variants to be assigned within the classification as they are discovered.

HepatologyVolume 59, Issue 1 p. 318-327 Special ArticleOpen Access Expanded classification of hepatitis C virus into 7 genotypes and 67 subtypes: Updated criteria and genotype assignment web resource Donald B. Smith, Corresponding Author Donald B. Smith Centre for Immunity, Infection and Evolution, University of Edinburgh, Scotland, UKAddress reprint requests to: Dr. Donald B. Smith or Professor Peter Simmonds, Centre for Immunity, Infection and Evolution, Ashworth Building, King's Buildings, West Mains Road, Edinburgh EH9 3JF, UK. E-mail: D.B.Smith@ed.ac.uk, Peter.Simmonds@ed.ac.uk; fax: +44 131 650 6564.Search for more papers by this authorJens Bukh, Jens Bukh Copenhagen Hepatitis C Program (CO-HEP), Department of Infectious Diseases and Clinical Research Centre, Copenhagen University Hospital, Hvidovre, and Department of International Health, Immunology and Microbiology, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, DenmarkSearch for more papers by this authorCarla Kuiken, Carla Kuiken Theoretical Biology and Biophysics group, Los Alamos National Laboratory, Los Alamos, NM, USASearch for more papers by this authorA. Scott Muerhoff, A. Scott Muerhoff Abbott Diagnostics Research and Development, Abbott Park, IL, USASearch for more papers by this authorCharles M. Rice, Charles M. Rice Laboratory of Virology and Infectious Disease, Center for the Study of Hepatitis C, The Rockefeller University, New York, NY, USASearch for more papers by this authorJack T. Stapleton, Jack T. Stapleton Medical Service, Iowa City Veterans Affairs Medical Center, Departments of Internal Medicine and Microbiology, University of Iowa, Iowa City, IA, USASearch for more papers by this authorPeter Simmonds, Corresponding Author Peter Simmonds Centre for Immunity, Infection and Evolution, University of Edinburgh, Scotland, UKAddress reprint requests to: Dr. Donald B. Smith or Professor Peter Simmonds, Centre for Immunity, Infection and Evolution, Ashworth Building, King's Buildings, West Mains Road, Edinburgh EH9 3JF, UK. E-mail: D.B.Smith@ed.ac.uk, Peter.Simmonds@ed.ac.uk; fax: +44 131 650 6564.Search for more papers by this author Donald B. Smith, Corresponding Author Donald B. Smith Centre for Immunity, Infection and Evolution, University of Edinburgh, Scotland, UKAddress reprint requests to: Dr. Donald B. Smith or Professor Peter Simmonds, Centre for Immunity, Infection and Evolution, Ashworth Building, King's Buildings, West Mains Road, Edinburgh EH9 3JF, UK. E-mail: D.B.Smith@ed.ac.uk, Peter.Simmonds@ed.ac.uk; fax: +44 131 650 6564.Search for more papers by this authorJens Bukh, Jens Bukh Copenhagen Hepatitis C Program (CO-HEP), Department of Infectious Diseases and Clinical Research Centre, Copenhagen University Hospital, Hvidovre, and Department of International Health, Immunology and Microbiology, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, DenmarkSearch for more papers by this authorCarla Kuiken, Carla Kuiken Theoretical Biology and Biophysics group, Los Alamos National Laboratory, Los Alamos, NM, USASearch for more papers by this authorA. Scott Muerhoff, A. Scott Muerhoff Abbott Diagnostics Research and Development, Abbott Park, IL, USASearch for more papers by this authorCharles M. Rice, Charles M. Rice Laboratory of Virology and Infectious Disease, Center for the Study of Hepatitis C, The Rockefeller University, New York, NY, USASearch for more papers by this authorJack T. Stapleton, Jack T. Stapleton Medical Service, Iowa City Veterans Affairs Medical Center, Departments of Internal Medicine and Microbiology, University of Iowa, Iowa City, IA, USASearch for more papers by this authorPeter Simmonds, Corresponding Author Peter Simmonds Centre for Immunity, Infection and Evolution, University of Edinburgh, Scotland, UKAddress reprint requests to: Dr. Donald B. Smith or Professor Peter Simmonds, Centre for Immunity, Infection and Evolution, Ashworth Building, King's Buildings, West Mains Road, Edinburgh EH9 3JF, UK. E-mail: D.B.Smith@ed.ac.uk, Peter.Simmonds@ed.ac.uk; fax: +44 131 650 6564.Search for more papers by this author First published: 01 October 2013 https://doi.org/10.1002/hep.26744Citations: 919 Potential conflict of interest: Nothing to report. Supported by a grant from the Wellcome Trust to the Centre for Immunity, Infection and Evolution at the University of Edinburgh, Scotland, UK. AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinked InRedditWechat Abstract The 2005 consensus proposal for the classification of hepatitis C virus (HCV) presented an agreed and uniform nomenclature for HCV variants and the criteria for their assignment into genotypes and subtypes. Since its publication, the available dataset of HCV sequences has vastly expanded through advancement in nucleotide sequencing technologies and an increasing focus on the role of HCV genetic variation in disease and treatment outcomes. The current study represents a major update to the previous consensus HCV classification, incorporating additional sequence information derived from over 1,300 (near-)complete genome sequences of HCV available on public databases in May 2013. Analysis resolved several nomenclature conflicts between genotype designations and using consensus criteria created a classification of HCV into seven confirmed genotypes and 67 subtypes. There are 21 additional complete coding region sequences of unassigned subtype. The study additionally describes the development of a Web resource hosted by the International Committee for Taxonomy of Viruses (ICTV) that maintains and regularly updates tables of reference isolates, accession numbers, and annotated alignments (http://talk.ictvonline.org/links/hcv/hcv-classification.htm). The Flaviviridae Study Group urges those who need to check or propose new genotypes or subtypes of HCV to contact the Study Group in advance of publication to avoid nomenclature conflicts appearing in the literature. While the criteria for assigning genotypes and subtypes remain unchanged from previous consensus proposals, changes are proposed in the assignment of provisional subtypes, subtype numbering beyond “w,” and the nomenclature of intergenotypic recombinant. Conclusion: This study represents an important reference point for the consensus classification of HCV variants that will be of value to researchers working in clinical and basic science fields. (Hepatology 2014;59:318-327) Abbreviations HCV hepatitis C virus ICTV International Committee for Taxonomy of Viruses Soon after the publication of the first nearly complete genome sequence of hepatitis C virus (HCV) in 1989,1 it became apparent that isolates from different individuals or countries showed substantial genetic diversity. After much research and surveying by groups worldwide, this variation was summarized and variants assigned as genotypes and subtypes in a consensus classification and nomenclature system and formal rules were agreed for the assignment and naming of future variants.2 Genotype and subtype assignments required: (1) one or more complete coding region sequence(s); (2) at least three epidemiologically unrelated isolates; (3) a phylogenetic group distinct from previously described sequences; (4) exclusion of intergenotypic or intersubtypic recombination, whether the components were classified or not. The application of these criteria confirmed the assignment of six distinct genotypes, comprising 18 subtypes. In addition, 58 subtypes were provisionally assigned pending the availability of a complete coding region sequence or additional isolates. This agreement on nomenclature was mirrored by the establishment of several curated databases that organized HCV sequences as they became available and indicated which genotypes and subtypes were confirmed or provisionally assigned (Los Alamos HCV Sequence Database,3 euHCVdb,4 Hepatitis Virus Database: http://s2as02.genes.nig.ac.jp/). Concurrently, a proposal was made to unify the numbering of HCV with reference to the genotype 1a isolate H77 (AF009606).5 Recently, this remarkable agreement and cooperation in HC>V nomenclature has been complicated by several developments. None of the HCV sequence databases are now actively curated and responsibility for naming new genotypes and subtypes has reverted de facto to individual researchers. This, combined with publication delays, has created new contradictions in which isolates assigned to the same subtype (4b: FJ462435, FJ025855, FJ025856, and FJ025854; 6k: DQ278891 and DQ278893; 6u: EU408330, EU408331, and EU408332) belong to different subtypes according to the consensus criteria.2 Another challenge is that the number of complete coding region sequences has increased from 238 in 2005 to more than 1,300. Similarly, the number of variants matching the criteria for assignment as confirmed genotypes/subtypes has expanded from 18 to 67; several recent publications contain figures that are illegible with regard to isolate name and/or accession number,6-10 complicating subsequent comparisons. Finally, advances in sequencing technology have accelerated the rate at which HCV sequences are generated. Recent articles have reported the partial sequences of 282 isolates from Vietnam11 and 393 isolates from China,10 in each case identifying additional subtypes of genotype 6. Technological advances have also made it easier to obtain HCV complete coding region sequences through both dideoxysequencing and pyrosequencing. The latter technique was recently used to obtain 31 complete coding region sequences belonging to 13 different subtypes.8 More than 225,000 HCV sequences are now available on GenBank and about 30,000 added every year. This volume of sequence information and the diversity of known HCV variants make it increasingly important for researchers to have a single curated resource to refer to for accurate subtype designations, reference genomes and alignments. This article updates the genotype and subtype assignments2, 7 and the nomenclature rules, and describes the establishment of a reference Website hosted by the International Committee for the Taxonomy of Viruses (ICTV) to validate new genotype and subtype assignments, and provide updated reference alignments. Revision of Confirmed Genotypes and Subtypes Unique HCV complete or nearly complete coding region sequences available on NCBI Genome (969 sequences, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genome) and the Los Alamos HCV sequence database (1,364 sequences >8,000 nt from http://hcv.lanl.gov/content/index) were aligned within SSEv1.112 using Muscle v3.8.3113 and refined manually. Phylogenetic analysis of sequences containing >95% of the coding region reveals seven major phylogenetic groupings corresponding to genotypes 1-7 (Fig. 1). Within these genotypes, grouping of the constituent subtypes is supported by 100% of bootstrap replications. Figure 1Open in figure viewerPowerPoint Phylogenetic tree of 129 representative complete coding region sequences. Up to two representatives of each confirmed genotype/subtype were aligned (together with a third extreme variant of subtypes 4g and 6e) and a neighbor joining tree constructed using maximum composite likelihood nucleotide distances between coding regions using MEGA5.83 Sequences were chosen to illustrate the maximum diversity within a subtype. Tips are labeled by accession number and subtype (*unassigned subtype). For genotypes 1, 2, 3, 4, and 6, the lowest common branch shared by all subtypes and supported by 100% of bootstrap replicates (n = 1,000) is indicated by ·. Based on the consensus criteria,2 confirmed subtypes (indicated by a letter following the genotype) require a complete or nearly complete coding region sequence differing from other sequences by at least 15% of nucleotide positions and sequence information from at least two other isolates in core/E1 (>90% of the sequence corresponding to positions 869 to 1,292 of the H77 reference sequence [accession number AF009606] numbered according to reference5) and NS5B (>90% of positions 8,276 to 8,615) (Table 1). The use of a 15% threshold over the complete coding region is supported by analysis of the large number of potential subtypes now sequenced (Fig. 2). This reveals major and consistently placed gaps in the distribution of pairwise distances between and within subtypes of each genotype as follows: genotype 1: 12.9%-17.0%, genotype 2: 13.1%-17.6%, genotype 3: 12.5%-19.6%, genotype 4: 12.7%-15.3% (except distances of 14% and 14.2% between JX227963 and two subtype 4g sequences), and genotype 6: 9.9%-14.9% (except distances of 13.1%-13.7% between EU246931 and three subtype 6e sequences). Hence, for all genotypes and with remarkably few exceptions, a clear division can be made between isolates that differ by <13% over their complete coding region sequences (members of the same subtype) and those that differ by >15% (different genotypes or subtypes). This analysis includes sequences distinct from any of the confirmed HCV subtypes but not currently represented by three or more independent isolates that remain unclassified subtypes (Table 2). Whether the exceptions noted are due to technical problems or to differing epidemiological histories is unknown. Table 1. Confirmed HCV Genotypes/Subtypes Genotypeaa Consensus proposed genotype/subtype names. Where multiple sequences of a HCV genotype are available, two sequences have been listed, prioritized by (a) publication date or (b) submission date when unpublished. Locus/Isolate(s)bb Locus (or isolate name if locus is the same as the accession number). Accession number(s) Reference(s) Genotype 1 1a HPCPLYPRE, HPCCGAA M62321, M67463 29, 30 1b HPCJCG, HPCHUMR D90208, M58335 31, 32 1c HPCCGS, AY051292 D14853, AY051292 33 1e 148636 KC248194 9 1g 1804 AM910652 34 1h EBW443, EBW9 KC248198, KC248199 9 1l 136142, EBW424 KC248193, KC248197 9 Genotype 2 2a HPCPOLP, JFH-1 D00944, AB047639 35, 36 2b HPCJ8G, JPUT971017 D10988, AB030907 37, 38 2c BEBE1 D50409 39 2d QC259 JF735114 40 2e QC64 JF735120 40 2i D54 DQ155561 41 2j C1799, QC232 HM777358 JF735113 6, 40 2k VAT96 AB031663 42 2m QC178, BID-G1314 JF735111, JX227967 40,8 2q 963, 852 FN666428, FN666429 43 2r QC283 JF735115 40 Genotype 3 3a HPCEGS, HPCK3A D17763, D28917 44, 45 3b HPCFG D49374 46 3g BID-G1243, QC260 JX227954, JF735123 8, 21 3h QC29 JF735121 21 3i IND-HCV, BID-G1244 FJ407092, JX227955 8 3k HPCJK049E1, QC105 D63821, JF735122 47,21 Genotype 4 4a ED43 Y11604 48 4b QC264 FJ462435 16 4c QC381 FJ462436 16 4d 03-18, QC382 DQ418786, FJ462437 49,16 4f IFBT88, PS6 EF589161, EU392175 50, 51 4g QC193 FJ462432 16 4k PS3, QC383 EU392173, FJ462438 51,16 4l QC274 FJ839870 16 4m QC249 FJ462433 16 4n QC97 FJ462441 16 4o QC93 FJ462440 16 4p QC139 FJ462431 16 4q QC262 FJ462434 16 4r QC384 FJ462439 16 4t QC155 FJ839869 16 4v CYHCV073, BID-G1248 HQ537009, JX227959 52,8 4wcc Previously described as 4b.7, 14 P212, P245 FJ025855, FJ025856 14 Genotype 5 5a EUH1480, SA13dd Sequence obtained from acute phase plasma of a chimpanzee experimentally infected with (human-derived) isolate SA13. Y13184, AF064490 53, 54 Genotype 6 6a EUHK2,6a33 Y12083, AY859526 55, 56 6b Th580 D84262 57 6c Th846 EF424629 58 6d VN235 D84263 57 6e GX004 DQ314805 59 6f C-0044 DQ835760 60 6g HPCJK046E2 D63822 47 6h VN004 D84265 57 6i Th602 DQ835770 60 6j Th553 DQ835769 60 6k VN405 D84264 57 6l 537796 EF424628 58 6m B4/92 DQ835767 60 6n KM42, D86/93 DQ278894, DQ835768 17, 60 6o QC227 EF424627 58 6p QC216 EF424626 58 6q QC99 EF424625 58 6r QC245 EU408328 61 6s QC66 EU408329 61 6t VT21, D49 EF632071, EU246939 62,19 6u D83 EU246940 19 6v NK46, KMN-02 EU158186, EU798760 62, 63 6w GZ52557, D140 DQ278892, EU643834 17, 64 6xaee Previously described as 6u.18 DH012, DH028 EU408330, EU408332 18 Genotype 7 7a QC69 EF108306 Additions and changes from assignments proposed in 2 shown in bold. a Consensus proposed genotype/subtype names. Where multiple sequences of a HCV genotype are available, two sequences have been listed, prioritized by (a) publication date or (b) submission date when unpublished. b Locus (or isolate name if locus is the same as the accession number). c Previously described as 4b.7, 14 d Sequence obtained from acute phase plasma of a chimpanzee experimentally infected with (human-derived) isolate SA13. e Previously described as 6u.18 Table 2. Unassigned Complete Coding Region Sequences Genotypeaa Classification of sequences into genotypes but without subtype assignments using the format “genotype_Accession number.” Locus/Isolate(s)bb Locus (or isolate name if locus is the same as the accession number). Accession no(s) Reference Genotype 1 1_AJ851228 AJ851228 AJ851228 65 1_KC248195 160526 KC248195 9 1_ HQ537007 CYHCV025 HQ537007 52 Genotype 2 2_JF735119 QC331 JF735119 40 2_JF735112 QC182 JF735112 40 2_JF735110 QC114 JF735110 40 2_JF735117 QC297 JF735117 40 2_JF735116 QC289 JF735116 40 2_JF735118 QC302 JF735118 40 Genotype 3 3_JF735124 QC115 JF735124 21 Genotype 4 4_JX227964 BID-G1253 JX227964 8 4_FJ025854cc Previously described as 4b.14 P026 FJ025854 14 Genotype 6 6_DQ278891dd Previously described as 6k.17 KM45,KM41 DQ278891,DQ278893 17 6_JX183550 QC273 JX183550 20 6_JX183552 TV476 JX183552 20 6_JX183549 KM35 JX183549 20 6_JX183551 TV257 JX183551 20 6_JX183553 TV533 JX183553 20 6_JX183554 L349 JX183554 20 6_JX183557 DH027 JX183557 20 6_JX183558 QC271 JX183558 20 a Classification of sequences into genotypes but without subtype assignments using the format “genotype_Accession number.” b Locus (or isolate name if locus is the same as the accession number). c Previously described as 4b.14 d Previously described as 6k.17 Figure 2Open in figure viewerPowerPoint Distribution of p-distances between complete coding region sequences. The frequency of p-distances was calculated within and between genotypes using SSE.12 Intra-genotype pairwise distances were calculated for all available complete coding region sequences except for subtypes 1a, 1b, and 2b where 20 random sequences were used. For p-distances >0.15 (equivalent to a percent difference of 15%), frequencies were scaled to reduce the maximum frequency to less than 300. Distances between genotypes were calculated using one or two representatives of each confirmed and unassigned subtype, with the frequencies scaled as above. The seven confirmed genotypes (discussed below) comprise 67 confirmed subtypes, 20 provisionally assigned subtypes, and 21 unassigned subtypes. These tables have been posted on the ICTV Website at http://talk.ictvonline.org/links/hcv/hcv-classification.htm and will be updated regularly by the authors with information shared across existing HCV databases (http://hcv.lanl.gov/; http://euhcvdb.ibcp.fr/euHCVdb/), typing tools, and other resources (e.g., http://www.bioafrica.net/rega-genotype/html/subtypinghcv.html; http://comet.retrovirology.lu/; http://hcv.lanl.gov/content/sequence/phyloplace/; http://s2as02.genes.nig.ac.jp/; http://www.viprbrc.org/). Alignments including representatives of these subtypes are available on the ICTV Website and at http://hcv.lanl.gov/content/sequence/NEWALIGN/align.html/. The process of producing these tables has detected a small number of variants with conflicting assignments. Isolates P026, P212, P245, (FJ025854-6) are described as subtype 4b,14 but these complete coding region sequences show <85% identity to the core/E1 of isolate Z1 (U10235, L16677), provisionally assigned as 4b15 that is more closely related to core/E1 of the complete coding region sequence of isolate QC264 (FJ46243516). P212 and P245 belong to the same, novel subtype for which NS5B sequence is available from a third isolate (P213, GU049362), so this becomes confirmed subtype 4w. Isolate P026 differs from all other genotype 4 sequences by >17.5% but being represented by a single sequence remains currently unassigned (Table 2). Similarly, isolates KM45 and KM41 (DQ278891,3) have been assigned to subtype 6k,17 but differ by >17% in complete coding region sequence from the subtype 6k isolate VN405 (D84264) and 6.7% from each other, and so remain an unclassified subtype of genotype 6. Two distinct groups of isolates have been assigned to subtype 6u; EU408330-218 and EU246940.19 The latter was submitted first to GenBank and is represented by NS5B sequences from two additional isolates and so is assigned subtype 6u, while EU408330, EU408331, and EU408332 are designated subtype 6xa (see below). Finally, our analysis of both phylogenetic groupings and sequence distances suggests that a number of isolates20 described in their GenBank accessions as “subtype k-related” (QC273, TV257, TV476, KM35), “subtype l-related” (TV533, L349), “intermediate between subtypes 6m and 6n” (DH027), or “intermediate between subtypes 6j and 6i” (QC271) should be considered as unassigned novel subtypes. Additional Taxonomic Levels In making this taxonomic distinction into virus genotypes and subtypes we are aware of the difficulties of imposing a discrete classification scheme on a complex taxonomy. In particular, for genotypes 3 and 6 there are undoubtedly several hierarchies of taxonomic relationships. For example, subtypes 6k and 6l form a clade along with several unassigned genotype 6 isolates.20 A higher-level clade includes these sequences and subtypes 6m and 6n, while a further grouping consists of these subtypes and subtypes 6i and 6j (Fig. 1). These phylogenetic hierarchies are reflected in the discontinuous distribution of p-distances between complete coding region sequences (Fig. 2), which comprises three almost merging distributions (roughly 15% to 20%, 20% to 25%, and 25% to 30%). Three distributions of intersubtype distances were also observed for genotype 3 (20% to 25%, 25% to 27%, and 27% to 30%), two distributions for genotype 2 (18% to 22.5%, 23% to 26.5%), and uniform distributions for genotype 1 (17.7% to 25.4%) and genotype 4 (15.3% to 23.1%). However, the internal divisions defined by the multiple distributions of distances within genotypes 2, 3, and 6 have not been shown to correspond with geographical or epidemiological differences. The higher-level grouping of subtypes 3b, 3g, and 3i does not reflect a common geographical origin distinct from that of 3h and 3k.21 There is also no geographical correlation with the groupings of subtypes 6k, 6l, and various unassigned isolates; for 6m, 6n, and an unassigned isolate; for 6h, 6i, 6j, and an unassigned isolate; for 6a and 6b; for 6f and 6r; or for 6r and 6e.22 Similarly, there are currently no known virological or clinical reasons to recognize these higher-level groupings. Without practical utility, we therefore propose that the observed within-genotype hierarchies are not given any formal recognition in their nomenclature. Proposed Updates and Changes to Rules for Genotype/Subtype Assignments Subtype Names By definition, subtype name assignments would be limited to a maximum of 26 if designated by a single letter suffix (e.g., 2a-2z). We therefore suggest that subtypes are assigned up to the letter “w” and subsequent designations follow the eXtended form xa, xb, … xz, in turn followed by ya, … yz, za, … zz, potentially giving a total of 101 subtypes of each genotype. This avoids potentially ambiguous terms such as “subtype 6x,” which could be interpreted as “genotype 6 of unknown subtype,” or designations such as “subtype 3aa,” which might suggest a relationship with 3a. Provisional Genotypes According to the 2005 consensus classification protocol2 new genotypes could be provisionally assigned from a single complete coding region sequence, but partial or complete coding region sequences from additional isolates would be required to confirm these assignments. Since then only one provisional genotype has been identified (7a) represented by a single isolate (QC69, EF108306). Thus, in contrast to subtype assignments, the number of genotypes appears relatively limited and the requirement to sequence multiple isolates now seems over-onerous. We propose that only a single complete coding region sequence is needed to confirm a new genotype assignment; QC69 is therefore confirmed as genotype 7a. Provisional Subtypes The 2005 consensus protocol also proposed that provisional subtypes could be assigned on the basis of sequence comparisons in the core/E1 and NS5B regions for at least three independent isolates, requiring in addition a complete coding region sequence before being confirmed. Of the 58 subtypes provisionally assigned in the 2005 article, 38 have now been confirmed (Table 1). However, it is now much easier to obtain complete coding region sequences and very few additional provisional subtypes have been proposed. Instead, some authors have inconsistently labeled unusual isolates with the suffix “?,” “unassigned group I”11, 23 or “subtype 1(I).”9 We propose that provisional subtype designations should no longer be provided for variants where complete genome sequences are lacking. The 20 remaining provisionally assigned subtypes will be maintained (Table 3), since they already exist in the literature. Future subtype assignments will only be made (as confirmed assignments) when sequence data from three or more isolates including at least one complete or nearly complete coding region is provided. Where a complete coding region sequence is available but there are fewer than three isolates, we propose that these remain unassigned. In Table 2 these are labeled using the form “Genotype_Accession number,” e.g., 1_AJ851228. Table 3. Remaining Provisionally Assigned HCV Subtypes Accession number(s)aa Accession numbers of sequences from the core/E1 and NS5B regions. “n.a.”: not available; “/”: denotes that the core/E1 or NS5B sequences are available from two different accession numbers. Isolatebb Examples of each provisionally assigned HCV.† Core/E1 NS5B Reference(s) Genotype 1 1d HC1-N15, HC1-N16 L39299, L39302 L38377, L38372 66 1f FR2 L38350 L38371 66 1i FR16, QC77 n.a., AY434119 L48495, AY434120 67, 68 1j QC2, QC89 AY434158, AY434128 AY434106, AY434129 67 1k QC68, QC82 AY434112, AY434122 AY434113, AY434123 67 Genotype 2 2f JK081, JK139 D49754, D49757 D49769, D49777 47 2g MED017 n.a. X93323 69 2h MED007 n.a. X93327 69 2l FR15 n.a. L48494 68 2n NL50 L39309 L44602 66 2o FR4 L38333 L38373 66 2p NL33 L39300 L44601 66 Genotype 3 3c NE048 D16612 D14198/D16613 70 3d NE274 D16620 D14200/D16621 70 3e NE145 D16618 D16619 70 3f NE125, PK64 D16614, n.a. D14203/D16615, L78842 70, 71 Genotype 4 4e CAM600, GB809 L29589, L29629 L29590, L29626 72 4h GB438, FrSSD35 L29610, n.a. L29611, AJ291249 72, 73 4i CAR4/1205 L36439 L36437 74 4j CAR1/501 n.a. L36438 74 a Accession numbers of sequences from the core/E1 and NS5B regions. “n.a.”: not available; “/”: denotes that the core/E1 or NS5B sequences are available from two different accession numbers. b Examples of each provisionally assigned HCV. Recombinant and Other Forms One issue that was not addressed in the 2005 consensus protocol2 was the naming of the newly discovered recombinant forms of HCV, their importance being unknown. Nine different recombinant forms of HCV have now been described (Table 4), of which only one (2k/1b) is represented by multiple isolates; no multiple recombinants have been reported (reviewed in reference24). In this context it does not seem necessary to revise the nomenclature generally used in the literature in which “RF” (recombinant form) is followed by the contributory subtypes separated by “/” in the order in which they appear in the complete genome sequence. We suggest that recombinant forms with the same genotypic structure but with different breakpoints or where the component genomic sections are unrelated are numbered consecutively with a numerical suffix (for example, RF2b/1b_1). Table 4. Recombinant (RF) HCV Complete Coding Region Sequences RFaa Recombinant forms (RF) for which complete genome sequences are available are named according to the subtypes from which they are derived and in the order in which these appear in the genome. Breakpointbb Breakpoints are numbered with reference to H77 (AF009606). Accession Isolatescc Number of individuals from whom the RF has been isolated. Reference RF2k/1b 3186 AY587845 33 75-77 RF2i/6p 3405-3464 DQ155560 1 41 RF2b/1b_1 3456 DQ364460 1 78 RF2/5 3366-3389 AM408911 1 79 RF2b

The development of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) vaccines and therapeutics will depend on understanding viral immunity. We studied T cell memory in 42 patients following recovery from COVID-19 (28 with mild disease and 14 with severe disease) and 16 unexposed donors, using interferon-γ-based assays with peptides spanning SARS-CoV-2 except ORF1. The breadth and magnitude of T cell responses were significantly higher in severe as compared with mild cases. Total and spike-specific T cell responses correlated with spike-specific antibody responses. We identified 41 peptides containing CD4

This article lists the changes to virus taxonomy approved and ratified by the International Committee on Taxonomy of Viruses in February 2018. A total of 451 species, 69 genera, 11 subfamilies, 9 families and one new order were added to the taxonomy. The current totals at each taxonomic level now stand at 9 orders, 131 families, 46 subfamilies, 803 genera and 4853 species. A change was made to the International Code of Virus Classification and Nomenclature to allow the use of the names of people in taxon names under appropriate circumstances. An updated Master Species List incorporating the approved changes was released in March 2018 ( https://talk.ictvonline.org/taxonomy/ ).

ABSTRACT Four human coronaviruses (HCoV-229E, HCoV-HKU1, HCoV-NL63, and HCoV-OC43) are associated with a range of respiratory outcomes, including bronchiolitis and pneumonia. Their epidemiologies and clinical characteristics are poorly described and are often reliant on case reports. To address these problems, we conducted a large-scale comprehensive screening for all four coronaviruses by analysis of 11,661 diagnostic respiratory samples collected in Edinburgh, United Kingdom, over 3 years between July 2006 and June 2009 using a novel four-way multiplex real-time reverse transcription-PCR (RT-PCR) assay. Coronaviruses were detected in 0.3 to 0.85% of samples in all age groups. Generally, coronaviruses displayed marked winter seasonality between the months of December and April and were not detected in summer months, which is comparable to the pattern seen with influenza viruses. HCoV-229E was the exception; detection was confined to the winter of 2008 and was sporadic in the following year. There were additional longer-term differences in detection frequencies between seasons, with HCoV-OC43 predominant in the first and third seasons and HCoV-HKU1 dominating in the second (see Results for definitions of seasons). A total of 11 to 41% of coronaviruses detected were in samples testing positive for other respiratory viruses, although clinical presentations of coronavirus monoinfections were comparable to those of viruses which have an established role in respiratory disease, such as respiratory syncytial virus, influenza virus, and parainfluenza viruses. The novel multiplex assay for real-time pan-coronavirus detection enhances respiratory virus diagnosis, overcomes potential diagnostic problems arising through seasonal variation in coronavirus frequency, and provides novel insights into the epidemiology and clinical implications of coronaviruses.

The Flaviviridae is a family of small enveloped viruses with RNA genomes of 9000–13 000 bases. Most infect mammals and birds. Many flaviviruses are host-specific and pathogenic, such as hepatitis C virus in the genus Hepacivirus . The majority of known members in the genus Flavivirus are arthropod borne, and many are important human and veterinary pathogens (e.g. yellow fever virus, dengue virus). This is a summary of the current International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV) report on the taxonomy of the Flaviviridae , which is available at www.ictv.global/report/flaviviridae .

This phase III study compared docetaxel and doxorubicin in patients with metastatic breast cancer who had received previous alkylating agent-containing chemotherapy.Patients were randomized to receive an intravenous infusion of docetaxel 100 mg/m(2) or doxorubicin 75 mg/m(2) every 3 weeks for a maximum of seven treatment cycles.A total of 326 patients were randomized, 165 to receive doxorubicin and 161 to receive docetaxel. Overall, docetaxel produced a significantly higher rate of objective response than did doxorubicin (47.8% v 33.3%; P =.008). Docetaxel was also significantly more active than doxorubicin in patients with negative prognostic factors, such as visceral metastases (objective response, 46% v 29%) and resistance to prior chemotherapy (47% v 25%). Median time to progression was longer in the docetaxel group (26 weeks v 21 weeks; difference not significant). Median overall survival was similar in the two groups (docetaxel, 15 months; doxorubicin, 14 months). There was one death due to infection in each group, and an additional four deaths due to cardiotoxicity in the doxorubicin group. Although neutropenia was similar in both groups, febrile neutropenia and severe infection occurred more frequently in the doxorubicin group. For severe nonhematologic toxicity, the incidences of cardiac toxicity, nausea, vomiting, and stomatitis were higher among patients receiving doxorubicin, whereas diarrhea, neuropathy, fluid retention, and skin and nail changes were higher among patients receiving docetaxel.The observed differences in activity and toxicity profiles provide a basis for therapy choice and confirms the rationale for combination studies in early breast cancer.

Kaposi's sarcoma-associated herpesvirus (KSHV), also known as human herpesvirus 8, may be the infectious cause of KS. Its prevalence in the general population, on the basis of detection of the virus genome, is controversial. To investigate the seroprevalence, we measured antibodies to a recombinant capsid-related (lytic cycle) KSHV antigen and a latent antigen complex.We selected potentially immunoreactive capsid-related proteins of KSHV by expressing them as recombinant proteins and testing them in western blot assays. We used a truncated recombinant protein encoded by KSHV open reading frame 65 (orf 65) to develop a diagnostic enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) and tested sera from HIV-infected individuals with KS, HIV-uninfected patients with "classic" KS, other HIV risk groups, and blood donors. We also compared the antibody response to this capsid-related protein to the response to latent antigen(s) in an immunofluorescence assay.77/92 (84%) sera from KS patients reacted with the KSHV orf 65 protein and 84/103 (81.5%) reacted with KSHV latent antigen(s). The dominant immunogenic region of orf 65 is within the carboxyterminal 80 aminoacids, a region with little sequence similarity to the related Epstein-Barr virus, suggesting that orf 65 is a KSHV specific antigen. Only three sera from patients with haemophilia (1/84) or from intravenous drug users (2/63) had KSHV specific antibodies in the orf 65 assay whereas none of these sera reacted with latent antigen. Antibodies to KSHV were also infrequently found in UK and US blood donors by either assay (UK, 3/174 with orf 65 and 4/150 with latent antigen; US, 6/117 with orf 65 and 0/117 with latent antigen). They were more common among HIV-infected gay men without KS (5/16 by orf 65 ELISA, 10/33 by IFA), HIV-uninfected STD clinic attenders (14/166 by IFA), and Ugandan HIV-uninfected controls (6/17 by orf 65 ELISA, 9/17 by IFA). Antibody reactivity to the orf 65 protein (ELISA) and to latent antigen(s) (IFA) was concordant in 89% of 462 sera tested but reactive blood donor sera were discordant in both assays. Four AIDS-KS sera were unreactive in both assays.The distribution of antibodies to both a capsid-related recombinant protein and latent antigen(s) of KSHV strongly supports the view that infection with this virus is largely confined to individuals with, or at increased risk for, KS. However, infection with KSHV does occur, rarely, in the general UK and US population and is more common in Uganda. Antibodies to latent antigen(s) or to orf 65 encoded capsid protein will not detect all cases of KSHV infection, and a combination of several antigens will probably be required for accurate screening and confirmatory assays.

The family Hepeviridae consists of positive-stranded RNA viruses that infect a wide range of mammalian species, as well as chickens and trout. A subset of these viruses infects humans and can cause a self-limiting acute hepatitis that may become chronic in immunosuppressed individuals. Current published descriptions of the taxonomical divisions within the family Hepeviridae are contradictory in relation to the assignment of species and genotypes. Through analysis of existing sequence information, we propose a taxonomic scheme in which the family is divided into the genera Orthohepevirus (all mammalian and avian hepatitis E virus (HEV) isolates) and Piscihepevirus (cutthroat trout virus). Species within the genus Orthohepevirus are designated Orthohepevirus A (isolates from human, pig, wild boar, deer, mongoose, rabbit and camel), Orthohepevirus B (isolates from chicken), Orthohepevirus C (isolates from rat, greater bandicoot, Asian musk shrew, ferret and mink) and Orthohepevirus D (isolates from bat). Proposals are also made for the designation of genotypes within the human and rat HEVs. This hierarchical system is congruent with hepevirus phylogeny, and the three classification levels (genus, species and genotype) are consistent with, and reflect discontinuities in the ranges of pairwise distances between amino acid sequences. Adoption of this system would include the avoidance of host names in taxonomic identifiers and provide a logical framework for the assignment of novel variants.

In human immunodeficiency virus (HIV)-infected individuals, the proportion of circulating mononuclear cells (PBMCs) which carry HIV provirus and the number of HIV proviral sequences per infected PBMC have been matters for conjecture. Using a double polymerase chain reaction which allows the detection of single molecules of provirus and a method of quantifying the provirus molecules, we have measured provirus frequencies in infected individuals down to a level of one molecule per 10(6) PBMCs. As a general rule, only a small proportion of PBMCs contain provirus (median value of samples from 12 patients, one per 8,000 cells), and most if not all of the infected cells carry a single provirus molecule. The frequency of provirus-carrying cells correlated positively both with the progression of the disease and with the success with which virus could be isolated from the same patients by cocultivation methods. Of seven asymptomatic (Centers for Disease Control stage II) patients, all but one contained one provirus molecule per 6,000 to 80,000 cells; of five Centers for Disease Control stage IV patients, all but one contained one provirus molecule per 700 to 3,300 cells. When considered in conjunction with estimates of the frequency of PBMCs that express viral RNA, our results suggest that either (i) the majority of provirus-containing cells are monocytes or (ii) most provirus-containing lymphocytes are transcriptionally inactive. We also present nucleotide sequence data derived directly from provirus present in vivo which we show is not marred by the in vitro selection of potential virus variants or by errors introduced by Taq polymerase. We argue from these data that, of the provirus present in infected individuals, the proportion which is defective is not high in the regions sequenced.