Genetically encoded calcium indicators (GECIs) are powerful tools for systems neuroscience. Recent efforts in protein engineering have significantly increased the performance of GECIs. The state-of-the art single-wavelength GECI, GCaMP3, has been deployed in a number of model organisms and can reliably detect three or more action potentials in short bursts in several systems in vivo . Through protein structure determination, targeted mutagenesis, high-throughput screening, and a battery of in vitro assays, we have increased the dynamic range of GCaMP3 by severalfold, creating a family of “GCaMP5” sensors. We tested GCaMP5s in several systems: cultured neurons and astrocytes, mouse retina, and in vivo in Caenorhabditis chemosensory neurons, Drosophila larval neuromuscular junction and adult antennal lobe, zebrafish retina and tectum, and mouse visual cortex. Signal-to-noise ratio was improved by at least 2- to 3-fold. In the visual cortex, two GCaMP5 variants detected twice as many visual stimulus-responsive cells as GCaMP3. By combining in vivo imaging with electrophysiology we show that GCaMP5 fluorescence provides a more reliable measure of neuronal activity than its predecessor GCaMP3. GCaMP5 allows more sensitive detection of neural activity in vivo and may find widespread applications for cellular imaging in general.

Rodent seizure models have significantly contributed to our basic understanding of epilepsy. However, medically intractable forms of epilepsy persist and the fundamental mechanisms underlying this disease remain unclear. Here we show that seizures can be elicited in a simple vertebrate system e.g. zebrafish larvae (Danio rerio). Exposure to a common convulsant agent (pentylenetetrazole, PTZ) induced a stereotyped and concentration-dependent sequence of behavioral changes culminating in clonus-like convulsions. Extracellular recordings from fish optic tectum revealed ictal and interictal-like electrographic discharges after application of PTZ, which could be blocked by tetrodotoxin or glutamate receptor antagonists. Epileptiform discharges were suppressed by commonly used antiepileptic drugs, valproate and diazepam, in a concentration-dependent manner. Up-regulation of c-fos expression was also observed in CNS structures of zebrafish exposed to PTZ. Taken together, these results demonstrate that chemically-induced seizures in zebrafish exhibit behavioral, electrographic, and molecular changes that would be expected from a rodent seizure model. Therefore, zebrafish larvae represent a powerful new system to study the underlying basis of seizure generation, epilepsy and epileptogenesis.

A Steady Beat A regular heartbeat depends on steady function of the cardiac pacemaker. The early embryonic heart is neither as steady nor as organized as the mature heart. Arrenberg et al. (p. 971 ) used zebrafish engineered to express light-sensitive proteins to locate and manipulate the function of the cardiac pacemaker. By controlling the activity of small patches of cells with light beams, the authors monitored the development of the young heart, showing how the cardiac pacemaker develops during embryogenesis.

Abstract

 Mutation of the zebrafish lakritz (lak) locus completely eliminates the earliest-born retinal cells, the ganglion cells (RGCs). Instead, excess amacrine, bipolar, and Müller glial cells are generated in the mutant. The extra amacrines are found at ectopic locations in the ganglion cell layer. Cone photoreceptors appear unaffected by the mutation. Molecular analysis reveals that lak encodes Ath5, the zebrafish eye-specific ortholog of the Drosophila basic helix-loop-helix transcription factor Atonal. A combined birth-dating and cell marker analysis demonstrates that lak/ath5 is essential for RGC determination during the first wave of neurogenesis in the retina. Our results suggest that this wave is skipped in the mutant, leading to an accumulation of progenitors for inner nuclear layer cells.

Prior studies with transgenic zebrafish confirmed the functionality of the transcription factor Gal4 to drive expression of other genes under the regulation of upstream activator sequences (UAS). However, widespread application of this powerful binary system has been limited, in part, by relatively inefficient techniques for establishing transgenic zebrafish and by the inadequacy of Gal4 to effect high levels of expression from UAS-regulated genes. We have used the Tol2 transposition system to distribute a self-reporting gene/enhancer trap vector efficiently throughout the zebrafish genome. The vector uses the potent, hybrid transcription factor Gal4-VP16 to activate expression from a UAS:eGFP reporter cassette. In a pilot screen, stable transgenic lines were established that express eGFP in reproducible patterns encompassing a wide variety of tissues, including the brain, spinal cord, retina, notochord, cranial skeleton and muscle, and can transactivate other UAS-regulated genes. We demonstrate the utility of this approach to track Gal4-VP16 expressing migratory cells in UAS:Kaede transgenic fish, and to induce tissue-specific cell death using a bacterial nitroreductase gene under UAS control. The Tol2-mediated gene/enhancer trapping system together with UAS transgenic lines provides valuable tools for regulated gene expression and for targeted labeling and ablation of specific cell types and tissues during early zebrafish development.

We examined optokinetic and optomotor responses of 450 zebrafish mutants, which were isolated previously based on defects in organ formation, tissue patterning, pigmentation, axon guidance, or other visible phenotypes. These strains carry single point mutations in >400 essential loci. We asked which fraction of the mutants develop blindness or other types of impairments specific to the visual system. Twelve mutants failed to respond in either one or both of our assays. Subsequent histological and electroretinographic analysis revealed unique deficits at various stages of the visual pathway, including lens degeneration ( bumper ), melanin deficiency ( sandy ), lack of ganglion cells ( lakritz ), ipsilateral misrouting of axons ( belladonna ), optic-nerve disorganization ( grumpy and sleepy ), inner nuclear layer or outer plexiform layer malfunction ( noir , dropje , and possibly steifftier ), and disruption of retinotectal impulse activity ( macho and blumenkohl ). Surprisingly, mutants with abnormally large or small eyes or severe wiring defects frequently exhibit no discernible behavioral deficits. In addition, we identified 13 blind mutants that display outer-retina dystrophy, making this syndrome the single-most common cause of inherited blindness in zebrafish. Our screen showed that a significant fraction (∼5%) of the essential loci also participate in visual functions but did not reveal any systematic genetic linkage to particular morphological traits. The mutations uncovered by our behavioral assays provide distinct entry points for the study of visual pathways and set the stage for a genetic dissection of vertebrate vision.

In the brief period during which we have known of their existence, light-gated ion channels have been used to assess the function of known cell types to which they are genetically targeted. Here Wyart et al. search for unknown cell types that drive the central pattern generator of locomotion. GAL4 lines of zebrafish in which light-gated glutamate receptors were sparsely expressed in diverse, partially overlapping sets of neurons were screened. Common behavioural effects of light could thus be attributed to activity in a specific cell type when it is the only cell shared between the different lines. The photo-stimulation of one specific cell type, the Kolmer–Agduhr cell, was sufficient to induce a symmetrical tail beating sequence that mimics spontaneous slow forward swimming. Genetically silencing Kolmer–Agduhr cells reduced the frequency of spontaneous free swimming, indicating that Kolmer–Agduhr cell activity provides necessary tone for spontaneous forward swimming. Kolmer–Agduhr cells have been known for over 75 years, but their function has been mysterious. This work shows that during early development in low vertebrates these cells provide a positive drive to the spinal central pattern generator for spontaneous locomotion. In vertebrates, the excitatory synaptic drive for inducing spinal central pattern generators (CPGs) — which are responsible for generating rhythmic movements — can originate from either supraspinal glutamatergic inputs or from within the spinal cord. A spinal input to the CPG is now identified using a combination of intersectional gene expression and optogenetics in zebrafish larvae; the results reveal that during early development Kolmer–Agduhr cells provide a positive drive to the spinal CPG for spontaneous locomotion. Locomotion relies on neural networks called central pattern generators (CPGs) that generate periodic motor commands for rhythmic movements1. In vertebrates, the excitatory synaptic drive for inducing the spinal CPG can originate from either supraspinal glutamatergic inputs or from within the spinal cord2,3. Here we identify a spinal input to the CPG that drives spontaneous locomotion using a combination of intersectional gene expression and optogenetics4 in zebrafish larvae. The photo-stimulation of one specific cell type was sufficient to induce a symmetrical tail beating sequence that mimics spontaneous slow forward swimming. This neuron is the Kolmer–Agduhr cell5, which extends cilia into the central cerebrospinal-fluid-containing canal of the spinal cord and has an ipsilateral ascending axon that terminates in a series of consecutive segments6. Genetically silencing Kolmer–Agduhr cells reduced the frequency of spontaneous free swimming, indicating that activity of Kolmer–Agduhr cells provides necessary tone for spontaneous forward swimming. Kolmer–Agduhr cells have been known for over 75 years, but their function has been mysterious. Our results reveal that during early development in zebrafish these cells provide a positive drive to the spinal CPG for spontaneous locomotion.

Defects in cardiac valve morphogenesis and septation of the heart chambers constitute some of the most common human congenital abnormalities. Some of these defects originate from errors in atrioventricular (AV) endocardial cushion development. Although this process is being extensively studied in mouse and chick, the zebrafish system presents several advantages over these models, including the ability to carry out forward genetic screens and study vertebrate gene function at the single cell level. In this paper, we analyze the cellular and subcellular architecture of the zebrafish heart during stages of AV cushion and valve development and gain an unprecedented level of resolution into this process. We find that endocardial cells in the AV canal differentiate morphologically before the onset of epithelial to mesenchymal transformation, thereby defining a previously unappreciated step during AV valve formation. We use a combination of novel transgenic lines and fluorescent immunohistochemistry to analyze further the role of various genetic (Notch and Calcineurin signaling) and epigenetic (heart function) pathways in this process. In addition, from a large-scale forward genetic screen we identified 55 mutants, defining 48 different genes, that exhibit defects in discrete stages of AV cushion development. This collection of mutants provides a unique set of tools to further our understanding of the genetic basis of cell behavior and differentiation during AV valve development.

The ability to stimulate select neurons in isolated tissue and in living animals is important for investigating their role in circuits and behavior. We show that the engineered light-gated ionotropic glutamate receptor (LiGluR), when introduced into neurons, enables remote control of their activity. Trains of action potentials are optimally evoked and extinguished by 380 nm and 500 nm light, respectively, while intermediate wavelengths provide graded control over the amplitude of depolarization. Light pulses of 1-5 ms in duration at approximately 380 nm trigger precisely timed action potentials and EPSP-like responses or can evoke sustained depolarizations that persist for minutes in the dark until extinguished by a short pulse of approximately 500 nm light. When introduced into sensory neurons in zebrafish larvae, activation of LiGluR reversibly blocks the escape response to touch. Our studies show that LiGluR provides robust control over neuronal activity, enabling the dissection and manipulation of neural circuitry in vivo.