Kidney fibrosis is the hallmark of chronic kidney disease progression; however, at present no antifibrotic therapies exist1–3. The origin, functional heterogeneity and regulation of scar-forming cells that occur during human kidney fibrosis remain poorly understood1,2,4. Here, using single-cell RNA sequencing, we profiled the transcriptomes of cells from the proximal and non-proximal tubules of healthy and fibrotic human kidneys to map the entire human kidney. This analysis enabled us to map all matrix-producing cells at high resolution, and to identify distinct subpopulations of pericytes and fibroblasts as the main cellular sources of scar-forming myofibroblasts during human kidney fibrosis. We used genetic fate-tracing, time-course single-cell RNA sequencing and ATAC–seq (assay for transposase-accessible chromatin using sequencing) experiments in mice, and spatial transcriptomics in human kidney fibrosis, to shed light on the cellular origins and differentiation of human kidney myofibroblasts and their precursors at high resolution. Finally, we used this strategy to detect potential therapeutic targets, and identified NKD2 as a myofibroblast-specific target in human kidney fibrosis. A range of techniques are used to investigate the molecular landscape of chronic kidney disease, and the results suggest that distinct populations of pericytes and fibroblasts are the main source of myofibroblasts in kidney fibrosis.

Kidney failure is frequently observed during and after COVID-19, but it remains elusive whether this is a direct effect of the virus. Here, we report that SARS-CoV-2 directly infects kidney cells and is associated with increased tubule-interstitial kidney fibrosis in patient autopsy samples. To study direct effects of the virus on the kidney independent of systemic effects of COVID-19, we infected human-induced pluripotent stem-cell-derived kidney organoids with SARS-CoV-2. Single-cell RNA sequencing indicated injury and dedifferentiation of infected cells with activation of profibrotic signaling pathways. Importantly, SARS-CoV-2 infection also led to increased collagen 1 protein expression in organoids. A SARS-CoV-2 protease inhibitor was able to ameliorate the infection of kidney cells by SARS-CoV-2. Our results suggest that SARS-CoV-2 can directly infect kidney cells and induce cell injury with subsequent fibrosis. These data could explain both acute kidney injury in COVID-19 patients and the development of chronic kidney disease in long COVID.

Abstract Morphologic examination of tissue biopsies is essential for histopathological diagnosis. However, accurate and scalable cellular quantification in human samples remains challenging. Here, we present a deep learning-based approach for antigen-specific cellular morphometrics in human kidney biopsies, which combines indirect immunofluorescence imaging with U-Net-based architectures for image-to-image translation and dual segmentation tasks, achieving human-level accuracy. In the kidney, podocyte loss represents a hallmark of glomerular injury and can be estimated in diagnostic biopsies. Thus, we profiled over 27,000 podocytes from 110 human samples, including patients with anti-neutrophil cytoplasmic antibody-associated glomerulonephritis (ANCA-GN), an immune-mediated disease with aggressive glomerular damage and irreversible loss of kidney function. Previously unknown morphometric signatures of podocyte depletion were identified in patients with ANCA-GN, which allowed patient classification and showed potential for risk stratification in combination with routine clinical tools. Together, our approach enables robust and scalable molecular morphometric analysis of human tissues, yielding deeper biological insights into the human kidney pathophysiology. Summary Deep learning enables robust and scalable molecular morphometric analysis of human tissues, yielding deeper biological insights into the human kidney pathophysiology.

Abstract DNA repair is essential for preserving genome integrity and ensuring cellular functionality and survival. Podocytes, post-mitotic glomerular epithelial cells, bear limited regenerative capacity, and their survival is indispensable to maintain the function of the kidney’s filtration units. While podocyte depletion is a hallmark of the aging process and of many proteinuric kidney diseases, the underlying factors remain unclear. We investigated DNA repair in podocyte diseases by using a constitutive and an inducible podocyte-specific knockout mouse model for Ercc1, a multifunctional endonuclease cofactor involved in nucleotide excision repair (NER), interstrand crosslink (ICL) repair, and DNA double-strand break (DSB) repair. We assessed the consequences of Ercc1 loss in vivo, complemented by mechanistical in vitro studies of induced DNA damage in cultured podocytes. Furthermore, we characterized DNA damage-related alterations in mouse and human renal tissue of different ages as well as in patient biopsies with minimal change disease and focal segmental glomerulosclerosis. Podocyte-specific Ercc1 knockout resulted in accumulation of DNA damage with ensuing proteinuria, podocyte loss, glomerulosclerosis, renal insufficiency, and reduced lifespan. The response to genomic stress was different to the pattern reported in other cell types, as podocytes activated mTORC1 signaling upon DNA damage in vitro and in vivo . The induced mTORC1 activation was abrogated by inhibiting DNA damage response through DNA-PK and ATM kinases in vitro . Moreover, pharmacological inhibition of mTORC1 modulated the development of glomerulosclerosis in Ercc1 -deficient mice. Perturbed DNA repair gene expression and genomic stress was also detected in podocytes of human focal segmental glomerulosclerosis, characterized by podocyte loss. Beyond that, DNA damage accumulation occurred in podocytes of healthy aging mice and humans. These findings reveal that genome maintenance is crucial for podocyte maintenance, linked to the mTORC1 pathway, and involved in the aging process as well as in the development of glomerulosclerosis, potentially serving as a therapeutic target in the future.

Abstract Stroke and central nervous system dysfunction are cardinal symptoms in critically ill corona virus disease 19 (COVID-19) patients. In an autopsy series of 32 COVID-19 patients, we investigated whether carotid arteries were infected with SARS-CoV-2 by employing genomic, virologic, histochemical and transcriptomic analyses. We show that SARS-CoV-2 productively infects and modulates vascular responses in carotid arteries. This finding has far reaching implications for the understanding and clinical treatment of COVID-19.

Abstract Current therapies for Fabry disease are based on reversing intra-cellular accumulation of globotriaosylceramide (Gb3) by enzyme replacement therapy (ERT) or chaperone-mediated stabilization of the defective enzyme, thereby alleviating lysosome dysfunction. However, their effect in the reversal of endorgan damage, like kidney injury and chronic kidney disease remains unclear. First, ultrastructural analysis of serial human kidney biopsies showed that longterm use of ERT reduced Gb3 accumulation in podocytes but did not reverse podocyte injury. Then, a CRISPR/CAS9-mediated α -Galactosidase knockout podocyte cell line confirmed ERT-mediated reversal of Gb3 accumulation without resolution of lysosomal dysfunction. Transcriptome-based connectivity mapping and SILAC-based quantitative proteomics identified alpha-synuclein (SNCA) accumulation as a key event mediating podocyte injury. Genetic and pharmacological inhibition of SNCA improved lysosomal structure and function in Fabry podocytes, exceeding the benefits of ERT. Together, this work reconceptualizes Fabry-associated cell injury beyond Gb3 accumulation, and introduces SNCA modulation as a potential intervention, especially for patients with Fabry nephropathy.

Kidney transplantation is the preferred renal replacement therapy available. Yet, the biological processes during and after kidney transplantation and how they translate into the overall functional graft outcome are insufficiently understood. Recent developments in the field of extracellular vesicle research allow the deeper exploitation of this non-invasive source. We separated small urinary extracellular vesicles (suEVs) throughout the course of living donor kidney transplantation. SuEVs were collected longitudinally from both the donor and the recipient in 22 living donor kidney transplantations. Unbiased proteomic analysis revealed specific temporal patterns of suEV proteins indicative of the cellular processes involved in the allograft response after transplantation with proteins playing a role in complement activation being among the most dynamically regulated components. Using a leave-one-out cross validation model, we identified potential prognostic markers of kidney function at 1 year after transplantation. One of the proteins identified - phosphoenol pyruvate carboxykinase (PCK2) - could be confirmed in an independent validation cohort of another 22 donor-recipient pairs using targeted mass spectrometry. This study sheds the light on early molecular processes during the course of kidney transplantation and shows the future potential of suEVs as a source of biomarkers in this setting. The data set is provided as a unique resource directly accessible through an online tool that allows dynamic interrogation of this first comprising suEV proteome atlas after kidney transplantation.

Coronavirus disease 2019 (COVID-19), caused by the severe acute respiratory syndrome coronavirus type 2 (SARS-CoV-2), has been associated mainly with a range of neurological symptoms, including brain fog and brain tissue loss, raising concerns about the virus's acute and potential chronic impact on the central nervous system. In this study, we utilized mouse models and human post-mortem tissues to investigate the presence and distribution of the SARS-CoV-2 spike protein in the skull-meninges-brain axis. Our results revealed the accumulation of the spike protein in the skull marrow, brain meninges, and brain parenchyma. The injection of the spike protein alone caused cell death in the brain, highlighting a direct effect on brain tissue. Furthermore, we observed the presence of spike protein in the skull of deceased long after their COVID-19 infection, suggesting that the spike's persistence may contribute to long-term neurological symptoms. The spike protein was associated with neutrophil-related pathways and dysregulation of the proteins involved in the PI3K-AKT as well as complement and coagulation pathway. Overall, our findings suggest that SARS-CoV-2 spike protein trafficking from CNS borders into the brain parenchyma and identified differentially regulated pathways may present insights into mechanisms underlying immediate and long-term consequences of SARS-CoV-2 and present diagnostic and therapeutic opportunities.

Abstract Biobanking of tissue from clinically obtained kidney biopsies for later use with multi-omic and imaging techniques is an inevitable step to overcome the need of disease model systems and towards translational medicine. Hence, collection protocols ensuring integration into daily clinical routines using preservation media not requiring liquid nitrogen but instantly preserving kidney tissue for clinical and scientific analyses of paramount importance. Thus, we modified a robust single nucleus dissociation protocol for kidney tissue stored snap frozen or in the preservation media RNA later and CellCover. Using porcine kidney tissue as surrogate for human kidney tissue, we conducted single nucleus RNA sequencing with the Chromium 10X Genomics platform. The resulting data sets from each storage condition were analyzed to identify any potential variations in transcriptomic profiles. Furthermore, we assessed the suitability of the preservation media for additional analysis techniques (proteomics, metabolomics) and the preservation of tissue architecture for histopathological examination including immunofluorescence staining. In this study, we show that in daily clinical routines the RNA later facilitates the collection of highly preserved kidney biopsies and enables further analysis with cutting-edge techniques like single nucleus RNA sequencing, proteomics, and histopathological evaluation. Only metabolome analysis is currently restricted to snap frozen tissue. This work will contribute to build tissue biobanks with well-defined cohorts of the respective kidney disease that can be deeply molecularly characterized, opening new horizons for the identification of unique cells, pathways and biomarkers for the prevention, early identification, and targeted therapy of kidney diseases.

The tricellular tight junctions are crucial for the regulation of paracellular flux at tricellular junctions, where tricellulin (MARVELD2) and angulins (ILDR1, ILDR2 or LSR) are localized. The role of ILDR2 in podocytes, specialized epithelial cells in the kidney, is still unknown. We investigated the role of ILDR2 in glomeruli and its influence on blood filtration. Western blots, scRNA-seq and superresolution microscopy showed a strong expression of MARVELD2 and ILDR2 in podocytes that colocalizes with the podocyte-specific claudin CLDN5. Co-immunoprecipitation revealed that ILDR2 directly binds CLDN5. In glomerulopathies, induced by nephrotoxic serum and by DOCA-salt heminephrectomy, ILDR2 was strongly upregulated. Furthermore, Ildr2 knockout mice exhibited glomerular hypertrophy and decreased podocyte density, however, did not develop effacement of podocyte foot processes or proteinuria. LC-MS/MS proteomic analysis of isolated glomeruli showed an increase in matrix proteins such as fibronectin and agrin. This suggests a protective role of ILDR2 in glomerulopathies.