Gasdermin proteins form large membrane pores in human cells that release immune cytokines and induce lytic cell death. Gasdermin pore formation is triggered by caspase-mediated cleavage during inflammasome signaling and is critical for defense against pathogens and cancer. We discovered gasdermin homologs encoded in bacteria that defended against phages and executed cell death. Structures of bacterial gasdermins revealed a conserved pore-forming domain that was stabilized in the inactive state with a buried lipid modification. Bacterial gasdermins were activated by dedicated caspase-like proteases that catalyzed site-specific cleavage and the removal of an inhibitory C-terminal peptide. Release of autoinhibition induced the assembly of large and heterogeneous pores that disrupted membrane integrity. Thus, pyroptosis is an ancient form of regulated cell death shared between bacteria and animals.

Abstract DNA viruses and retroviruses need to consume large quantities of deoxynucleotides (dNTPs) when replicating within infected cells. The human antiviral factor SAMHD1 takes advantage of this vulnerability in the viral life cycle, and inhibits viral replication by degrading dNTPs into their constituent deoxynucleosides and inorganic phosphate. In this study we report that bacteria employ a similar strategy to defend against phage infection. We found a family of defensive dCTP deaminase proteins that, in response to phage infection, convert dCTP into deoxy-uracil nucleotides. A second family of phage resistance genes encode dGTPase enzymes, which degrade dGTP into phosphate-free deoxy-guanosine (dG) and are distant homologs of the human SAMHD1. Our results show that the defensive proteins completely eliminate the specific deoxynucleotide (either dCTP or dGTP) from the nucleotide pool during phage infection, thus starving the phage of an essential DNA building block and halting its replication. Both defensive genes are found in a diverse set of bacterial species and are specifically enriched in Vibrio genomes. Our study demonstrates that manipulation of the deoxynucleotide pool is a potent antiviral strategy shared by both prokaryotes and eukaryotes.

Abstract The Toll/interleukin-1 receptor (TIR) domain is a key component of immune receptors that identify pathogen invasion in bacteria, plants, and animals. In the bacterial antiphage system Thoeris, as well as in plants, recognition of infection stimulates TIR domains to produce an immune signaling molecule whose molecular structure remained elusive. This molecule binds and activates the Thoeris immune effector, which then executes the immune function. We identified a large family of phage-encoded proteins, denoted here Thoeris anti-defense 1 (Tad1), that inhibit Thoeris immunity. We found that Tad1 proteins are “sponges” that bind and sequester the immune signaling molecule produced by TIR-domain proteins, thus decoupling phage sensing from immune effector activation and rendering Thoeris inactive. A high-resolution crystal structure of Tad1 bound to the signaling molecule revealed that its chemical structure is 1′–2′ glycocyclic ADPR (gcADPR), a unique molecule not previously described in other biological systems. Our results define the chemical structure of a central immune signaling molecule, and reveal a new mode of action by which pathogens can suppress host immunity.

Abstract Gasdermin proteins form large membrane pores in human cells that release immune cytokines and induce lytic cell death. Gasdermin pore formation is triggered by caspase-mediated cleavage during inflammasome signaling and is critical for defense against pathogens and cancer. Here we discover gasdermin homologs encoded in bacteria that execute prokaryotic cell death. Structures of bacterial gasdermins reveal a conserved pore-forming domain that is stabilized in the inactive state with a buried lipid modification. We demonstrate that bacterial gasdermins are activated by dedicated caspase-like proteases that catalyze site-specific cleavage and removal of an inhibitory C-terminal peptide. Release of autoinhibition induces the assembly of >200 Å pores that form a mesh-like structure and disrupt membrane integrity. These results demonstrate that caspase-mediated activation of gasdermins is an ancient form of regulated cell death shared between bacteria and animals.

Abstract Bacteria defend against phage infection via a variety of antiphage defense systems. Many defense systems were recently shown to deplete cellular nicotinamide adenine dinucleotide (NAD + ) in response to infection, by breaking NAD + to ADP-ribose (ADPR) and nicotinamide. It was demonstrated that NAD + depletion during infection deprives the phage from this essential molecule and impedes phage replication. Here we show that a substantial fraction of phages possess enzymatic pathways allowing reconstitution of NAD + from its degradation products in infected cells. We describe NAD + reconstitution pathway 1 (NARP1), a two-step pathway in which one enzyme phosphorylates ADPR to generate ADPR-pyrophosphate (ADPR-PP), and the second enzyme conjugates ADPR- PP and nicotinamide to generate NAD + . Phages encoding the NARP1 pathway can overcome a diverse set of defense systems, including Thoeris, DSR1, DSR2, SIR2-HerA, and SEFIR, all of which deplete NAD + as part of their defensive mechanism. Phylogenetic analyses show that NARP1 is primarily encoded on phage genomes, suggesting a phage- specific function in countering bacterial defenses. A second pathway, NARP2, allows phages to overcome bacterial defenses by building NAD + via metabolites different than ADPR-PP. Our findings report a unique immune evasion strategy where viruses rebuild molecules depleted by defense systems, thus overcoming host immunity.

Abstract TIR domains are central components of pattern recognition immune proteins across all domains of life. In both bacteria and plants, TIR-domain proteins were shown to recognize pathogen invasion and then produce immune signaling molecules exclusively comprising nucleotide moieties. Here we show that the TIR domain protein of the type II Thoeris defense system in bacteria produces a unique signaling molecule comprising the amino acid histidine conjugated to ADP-ribose (His-ADPR). His-ADPR is generated in response to phage infection and activates the cognate Thoeris effector by binding a Macro domain located at the C-terminus of the effector protein. By determining the crystal structure of a ligand-bound Macro domain, we describe the structural basis for His-ADPR recognition. Our analyses furthermore reveal a family of phage proteins that bind and sequester His-ADPR signaling molecules, allowing phages to evade TIR- mediated immunity. These data demonstrate diversity in bacterial TIR signaling and reveal a new class of TIR-derived immune signaling molecules combining nucleotide and amino acid moieties.

Bacteria encode hundreds of diverse defense systems that protect from viral infection and inhibit phage propagation 1–5 . Gabija is one of the most prevalent anti-phage defense systems, occurring in >15% of all sequenced bacterial and archaeal genomes 1,6,7 , but the molecular basis of how Gabija defends cells from viral infection remains poorly understood. Here we use X-ray crystallography and cryo-EM to define how Gabija proteins assemble into an ∼500 kDa supramolecular complex that degrades phage DNA. Gabija protein A (GajA) is a DNA endonuclease that tetramerizes to form the core of the anti-phage defense complex. Two sets of Gabija protein B (GajB) dimers dock at opposite sides of the complex and create a 4:4 GajAB assembly that is essential for phage resistance in vivo . We show that a phage-encoded protein Gabija anti-defense 1 (Gad1) directly binds the Gabija GajAB complex and inactivates defense. A cryo-EM structure of the virally inhibited state reveals that Gad1 forms an octameric web that encases the GajAB complex and inhibits DNA recognition and cleavage. Our results reveal the structural basis of assembly of the Gabija anti-phage defense complex and define a unique mechanism of viral immune evasion.

Caspase recruitment domains (CARDs) and pyrin domains are important facilitators of inflammasome activity and pyroptosis. Upon pathogen recognition by NLR proteins, CARDs recruit and activate caspases, which, in turn, activate gasdermin pore forming proteins to and induce pyroptotic cell death. Here we show that CARD-like domains are present in defense systems that protect bacteria against phage. The bacterial CARD is essential for protease-mediated activation of certain bacterial gasdermins, which promote cell death once phage infection is recognized. We further show that multiple anti-phage defense systems utilize CARD-like domains to activate a variety of cell death effectors. We find that these systems are triggered by a conserved immune evasion protein that phages use to overcome the bacterial defense system RexAB, demonstrating that phage proteins inhibiting one defense system can activate another. We also detect a phage protein with a predicted CARD-like structure that can inhibit the CARD-containing bacterial gasdermin system. Our results suggest that CARD domains represent an ancient component of innate immune systems conserved from bacteria to humans, and that CARD-dependent activation of gasdermins is conserved in organisms across the tree of life.

Summary During viral infection, cells can deploy immune strategies that deprive viruses of molecules essential for their replication. In this study, we report a family of immune effectors in bacteria which, in response to phage infection, degrade cellular ATP and dATP by cleaving the N-glycosidic bond between the adenine and sugar moieties. These ATP nucleosidase effectors are widely distributed within multiple bacterial defense systems including CBASS, prokaryotic argonautes and NLR-like proteins, and we show that degradation of (d)ATP during infection halts phage propagation and aborts infection. By analyzing homologs of the immune ATP nucleosidase domain, we discover and characterize Detocs, a new family of bacterial defense systems with a two-component phosphotransfer signaling architecture. The immune ATP nucleosidase domain is also encoded within a diverse set of eukaryotic proteins that have immune-like architectures, and we show biochemically that these eukaryotic homologs preserve the ATP nucleosidase activity. Our findings suggest that ATP and dATP degradation is a cell-autonomous innate immune strategy conserved across the tree of life.

Abstract It was recently shown that bacteria employ, apart from CRISPR-Cas and restriction systems, a considerable diversity of phage resistance systems, but it is largely unknown how phages cope with this multilayered bacterial immunity. Here, we analyzed groups of closely related Bacillus phages that showed differential sensitivity to bacterial defense systems, and identified multiple families of anti-defense proteins that inhibit the Gabija, Thoeris, and Hachiman systems. We show that these proteins efficiently cancel the defensive activity when co-expressed with the respective defense system or introduced into phage genomes. Homologs of these anti-defense proteins are found in hundreds of phages that infect taxonomically diverse bacterial species. We show that an anti-Gabija protein, denoted Gad1, blocks the ability of the Gabija defense complex to cleave phage-derived DNA. Our data further reveal an anti-Thoeris protein, denoted Tad2, which is a “sponge” that sequesters the immune signaling molecules produced by Thoeris TIR-domain proteins in response to phage. Our results demonstrate that phages encode an arsenal of anti-defense proteins that can disable a variety of bacterial defense mechanisms.