Abstract Acral burning pain triggered by fever, thermal hyposensitivity, and skin denervation are hallmarks of small fibre neuropathy in Fabry disease, a life-threatening X-linked lysosomal storage disorder. Variants in the gene encoding alpha-galactosidase A may lead to impaired enzyme activity with cellular accumulation of globotriaosylceramide (Gb3). To study the underlying pathomechanism of Fabry-associated small fibre neuropathy, we generated a neuronal in vitro disease model using patient-derived induced pluripotent stem cells from three Fabry patients and one healthy control. We further generated an isogenic control line via CRISPR/Cas9 gene editing. We subjected iPSC to targeted peripheral neuronal differentiation and observed intra-lysosomal Gb3 accumulations in somas and neurites of Fabry sensory neurons using super-resolution microscopy. At functional level, patch-clamp analysis revealed a hyperpolarizing shift of voltage-gated sodium channel steady-state inactivation kinetics in Fabry cell lines as compared to the healthy control. Moreover, we demonstrate a drastic increase in Fabry sensory neuron Ca 2+ levels at 39°C mimicking clinical fever (p < 0.001). This pathophysiological phenotype was accompanied by thinning of neurite calibres in sensory neurons obtained from Fabry patients compared to healthy control cells (p < 0.001). Linear-Nonlinear cascade models fit to spiking responses revealed that Fabry cell lines exhibit altered single neuron encoding properties relative to control. We further observed jam of mitochondrial trafficking at sphingolipid accumulations within Fabry sensory neurites utilizing a click-chemistry approach together with mitochondrial dysmorphism compared to healthy control cells. We pioneer insights into the cellular mechanisms contributing to pain, thermal hyposensitivity, and denervation in Fabry small fibre neuropathy, and pave the way for further mechanistic in vitro studies in Fabry disease and the development of novel treatment approaches.

Abstract Expansion microscopy (ExM) enables super-resolution imaging of proteins and nucleic acids on conventional microscopes. However, imaging of details of the organization of lipid bilayers by light microscopy remains challenging. We introduce an azide- and amino-modified sphingolipid ceramide, which upon incorporation into membranes can be labeled by click chemistry and linked into hydrogels, followed by 4x to 10x expansion. Confocal and structured illumination microscopy (SIM) enabled imaging of sphingolipids and their interactions with proteins in the membrane of intracellular organelles with a spatial resolution of 10-20 nm. Because sphingolipids accumulated efficiently in pathogens we used sphingolipid ExM to investigate bacterial infections of human HeLa229 cells by Neisseria gonorrhoeae, Chlamydia trachomatis and Simkania negevensis with a resolution so far only provided by electron microscopy. In particular, sphingolipid ExM allowed us to visualize the inner and outer membrane of intracellular bacteria and determine their distance to 27.6 ± 7.7 nm.

Abstract It is technically challenging to study the content and properties of nanoscale bioparticles in a high-throughput and single-molecule manner. We developed a high-throughput analysis method, called single particle profiler (SPP) that provides single-particle information on content and biophysical properties of thousands of particles. We applied SPP to measure the mRNA encapsulation efficiency of lipid nanoparticles, viral binding efficiency of different nanobodies and biophysical heterogeneity of liposomes, lipoproteins, exosomes and viruses.

Abstract Speed is key during infectious disease outbreaks. It is essential, for example, to identify critical host binding factors to the pathogens as fast as possible. The complexity of host plasma membrane is often a limiting factor hindering fast and accurate determination of host binding factors as well as high-throughput screening for neutralizing antimicrobial drug targets. Here we describe a multi-parametric and high-throughput platform tackling this bottleneck and enabling fast screens for host binding factors as well as new antiviral drug targets. The sensitivity and robustness of our platform was validated by blocking SARS-CoV-2 spike particles with nanobodies and IgGs from human serum samples. Teaser A fast screening platform tackling host-pathogen interactions.

Abstract The structural diversity of different lipid species within the membrane defines its biophysical properties such as membrane fluidity, phase transition, curvature, charge distribution and tension. Environment-sensitive probes, which change their spectral properties in response to their surrounding milieu, have greatly contributed to our understanding of such biophysical properties. To realize the full potential of these probes and to avoid misinterpretation of their spectral responses, a detailed investigation of their fluorescence characteristics in different environments is necessary. Here, we examined fluorescence lifetime of two newly developed membrane order probes, NR12S and NR12A, in response to alterations in their environments such as degree of lipid saturation, cholesterol content, double bond position and configuration and phospholipid headgroup. As comparison, we investigated lifetime sensitivity of the membrane tension probe Flipper in these environments. Applying fluorescence lifetime imaging microscopy (FLIM) in both model membranes and biological membranes, all probes distinguished membrane phases by lifetime, but exhibited different lifetime sensitivities to varying membrane biophysical properties (e.g. cholesterol). While the lifetime of Flipper is particularly sensitive to membrane cholesterol content, NR12S and NR12A lifetime is moderately sensitive to both cholesterol content and lipid acyl chains. Moreover, all probes exhibit longer lifetimes at longer emission wavelengths in membranes of any complexity. This emission-wavelength dependency results in varying lifetime resolution at different spectral regions, highly relevant for FLIM data acquisition. Our data provides valuable insights on how to perform FLIM with these probes and highlights both their potential and limitations.

ABSTRACT Membranes are molecular interfaces that insulate cells from external stresses, compartmentalize the cytoplasm, and control the flow of nutrients and information 1 . These functions are facilitated by diverse collections of lipids, nearly all of which are distributed asymmetrically between the two leaflets of living bilayers 2,3 . Previous models of biomembrane structure and function have rested upon the implicit assumption that the two membrane leaflets have similar abundances of phospholipids. Here, we show that this assumption is generally invalid and investigate the consequences of lipid abundance imbalances in mammalian plasma membranes (PM). Using quantitative lipidomics, we discovered that cytoplasmic leaflets of human erythrocyte PMs have >50% overabundance of phospholipids compared to exoplasmic leaflets. We show that this phospholipid imbalance is enabled by an asymmetric interleaflet distribution of cholesterol 4,5 , which rapidly redistributes to buffer leaflet stresses. Asymmetric phospholipid abundance and composition combine to enrich cholesterol in the exoplasmic PM leaflet. Through a combination of experimental and computational approaches we demonstrate how these lipid distributions impart unique functional characteristics to PMs, including low permeability, surprisingly fast cholesterol diffusion 6 , and resting tension in the cytoplasmic monolayer that regulates protein localization. Our observations of these previously overlooked aspects of membrane asymmetry represent an evolution of classic paradigms 1,7 of biomembrane structure and physiology.

Abstract Environment-sensitive probes are frequently used in spectral/multi-channel microscopy to study alterations in cell homeostasis. However, the few open-source packages available for processing of spectral images are limited in scope. Here, we present VISION, a stand-alone software based on Phyton for spectral analysis with improved applicability. In addition to classical intensity-based analysis, our software can batch-process multidimensional images with an advanced single-cell segmentation capability and apply user-defined mathematical operations on spectra to calculate biophysical and metabolic parameters of single cells. VISION allows for 3D and temporal mapping of properties such as membrane fluidity and mitochondrial potential. We demonstrate the broad applicability of VISION by applying it to study the effect of various drugs on cellular biophysical properties; the correlation between membrane fluidity and mitochondrial potential; protein distribution in cell-cell contacts; and properties of nanodomains in cell-derived vesicles. Together with the code, we provide a graphical user interface for facile adoption. We anticipate that VISION will find a broad range of applications in different fields of biology, spanning from molecular and tissue biology to immunology and biophysics. Summary statement VISION, an open-source software, enables high throughput and correlative analysis of cellular biophysical properties.