The expression profiles and spatial distributions of RNAs regulate many cellular functions. Image-based transcriptomic approaches provide powerful means to measure both expression and spatial information of RNAs in individual cells within their native environment. Among these approaches, multiplexed error-robust fluorescence in situ hybridization (MERFISH) has achieved spatially resolved RNA quantification at transcriptome scale by massively multiplexing single-molecule FISH measurements. Here, we increased the gene throughput of MERFISH and demonstrated simultaneous measurements of RNA transcripts from ∼10,000 genes in individual cells with ∼80% detection efficiency and ∼4% misidentification rate. We combined MERFISH with cellular structure imaging to determine subcellular compartmentalization of RNAs. We validated this approach by showing enrichment of secretome transcripts at the endoplasmic reticulum, and further revealed enrichment of long noncoding RNAs, RNAs with retained introns, and a subgroup of protein-coding mRNAs in the cell nucleus. Leveraging spatially resolved RNA profiling, we developed an approach to determine RNA velocity in situ using the balance of nuclear versus cytoplasmic RNA counts. We applied this approach to infer pseudotime ordering of cells and identified cells at different cell-cycle states, revealing ∼1,600 genes with putative cell cycle-dependent expression and a gradual transcription profile change as cells progress through cell-cycle stages. Our analysis further revealed cell cycle-dependent and cell cycle-independent spatial heterogeneity of transcriptionally distinct cells. We envision that the ability to perform spatially resolved, genome-wide RNA profiling with high detection efficiency and accuracy by MERFISH could help address a wide array of questions ranging from the regulation of gene expression in cells to the development of cell fate and organization in tissues.

Abstract Spatial transcriptomics extends single cell RNA sequencing (scRNA-seq) by providing spatial context for cell type identification and analysis. Imaging-based spatial technologies such as Multiplexed Error-Robust Fluorescence In Situ Hybridization (MERFISH) can achieve single-cell resolution, directly mapping single cell identities to spatial positions. MERFISH produces an intrinsically different data type than scRNA-seq and a technical comparison between the two modalities is necessary to ascertain how to best integrate them. We performed MERFISH on mouse liver and kidney and compared the resulting bulk and single-cell RNA statistics with those from the Tabula Muris Senis cell atlas as well as from two Visium datasets. MERFISH quantitatively reproduced the bulk RNA-seq and scRNA-seq results with improvements in overall dropout rates and sensitivity. Finally, we found that MERFISH independently resolved distinct cell types and spatial structure in both liver and kidney. Computational integration with the Tabula Muris Senis atlas did not enhance these results. We conclude that compared to scRNA-seq, MERFISH provides a quantitatively comparable method for measuring single-cell gene expression and can robustly identify cell types without the need for computational integration with scRNA-seq reference atlases.

ABSTRACT The organization of immune cells in human tumors is not well understood. Immunogenic tumors harbor spatially-localized multicellular ‘immunity hubs’ defined by expression of the T cell-attracting chemokines CXCL10/CXCL11 and abundant T cells. Here, we examined immunity hubs in human pre-immunotherapy lung cancer specimens, and found that they were associated with beneficial responses to PD-1-blockade. Immunity hubs were enriched for many interferon-stimulated genes, T cells in multiple differentiation states, and CXCL9/10/11 + macrophages that preferentially interact with CD8 T cells. Critically, we discovered the stem-immunity hub, a subtype of immunity hub strongly associated with favorable PD-1-blockade outcomes, distinct from mature tertiary lymphoid structures, and enriched for stem-like TCF7+PD-1+ CD8 T cells and activated CCR7 + LAMP3 + dendritic cells, as well as chemokines that organize these cells. These results elucidate the spatial organization of the human intratumoral immune response and its relevance to patient immunotherapy outcomes.

Image-based, high-throughput, high-content screening of pooled libraries of genetic perturbations will greatly advance our understanding biological systems and facilitate many biotechnology applications. Here we introduce a high-throughput screening method that allows highly diverse genotypes and the corresponding phenotypes to be imaged in numerous individual cells. To facilitate genotyping by imaging, barcoded genetic variants are introduced into the cells, each cell carrying a single genetic variant connected to a unique, nucleic-acid barcode. To identify the genotype-phenotype correspondence, we perform live-cell imaging to determine the phenotype of each cell, and massively multiplexed FISH imaging to measure the barcode expressed in the same cell. We demonstrated the utility of this approach by screening for brighter and more photostable variants of the fluorescent protein YFAST. We imaged 20 million cells expressing ~60,000 YFAST mutants and identified novel YFAST variants that are substantially brighter and/or more photostable than the wild-type protein.