Programmable genome integration of large, diverse DNA cargo without DNA repair of exposed DNA double-strand breaks remains an unsolved challenge in genome editing. We present programmable addition via site-specific targeting elements (PASTE), which uses a CRISPR–Cas9 nickase fused to both a reverse transcriptase and serine integrase for targeted genomic recruitment and integration of desired payloads. We demonstrate integration of sequences as large as ~36 kilobases at multiple genomic loci across three human cell lines, primary T cells and non-dividing primary human hepatocytes. To augment PASTE, we discovered 25,614 serine integrases and cognate attachment sites from metagenomes and engineered orthologs with higher activity and shorter recognition sequences for efficient programmable integration. PASTE has editing efficiencies similar to or exceeding those of homology-directed repair and non-homologous end joining-based methods, with activity in non-dividing cells and in vivo with fewer detectable off-target events. PASTE expands the capabilities of genome editing by allowing large, multiplexed gene insertion without reliance on DNA repair pathways. Large sequences are integrated site specifically into the human genome without double-strand DNA cleavage.

Abstract The diversity of cell types and states can be scalably measured and defined by expressed RNA transcripts. However, approaches to programmably sense and respond to the presence of specific RNAs within living biological systems with high sensitivity are lacking. RNA sensors that gate expression of reporter or cargo genes would have diverse applications for basic biology, diagnostics and therapeutics by enabling cell-state specific control of transgene expression. Here, we engineer a novel programmable RNA-sensing technology, Reprogrammable ADAR Sensors (RADARS), which leverages RNA editing by adenosine deaminases acting on RNA (ADAR) to gate translation of a protein payload on the presence of endogenous RNA transcripts. In mammalian cells, we engineer RADARS with diverse payloads, including luciferase and fluorescent proteins, with up to 164-fold activation and quantitative detection in the presence of target RNAs. We show RADARS are functional either expressed from DNA or as synthetic mRNA. Importantly, RADARS can function with endogenous cellular ADAR. We apply RADARS to multiple contexts, including RNA-sensing induced cell death via caspases, cell type identification, and in vivo control of synthetic mRNA translation, demonstrating RADARS as a tool with significant potential for gene and cell therapy, synthetic biology, and biomedical research. One Sentence Summary A new technology utilizing ADAR mediated RNA-editing enables robust reprogrammable protein expression based on target RNA transcripts in mammalian cells, leading to broad applications in basic science research, cell engineering, and gene therapy.

The CRISPR-Cas adaptive immune system defends microbes against foreign genetic elements via DNA or RNA-DNA interference. We characterize the Class 2 type VI-A CRISPR-Cas effector C2c2 and demonstrate its RNA-guided RNase function. C2c2 from the bacterium Leptotrichia shahii provides interference against RNA phage. In vitro biochemical analysis show that C2c2 is guided by a single crRNA and can be programmed to cleave ssRNA targets carrying complementary protospacers. In bacteria, C2c2 can be programmed to knock down specific mRNAs. Cleavage is mediated by catalytic residues in the two conserved HEPN domains, mutations in which generate catalytically inactive RNA-binding proteins. These results broaden our understanding of CRISPR-Cas systems and suggest that C2c2 can be used to develop new RNA-targeting tools.

The recently discovered class 2 CRISPR-Cas endonuclease Cpf1 offers several advantages over Cas9, including the ability to process its own array and requirement for just a single RNA guide. These attributes make Cpf1 promising for many genome engineering applications. To further expand the suite of Cpf1 tools available, we tested 16 Cpf1 orthologs for activity in eukaryotic cells. Four of these new enzymes demonstrated targeted activity, one of which, from Moraxella bovoculi AAX11_00205 (Mb3Cpf1), exhibited robust indel formation. We also show that Mb3Cpf1 displays some tolerance for a shortened PAM (TTN versus the canonical Cpf1 PAM TTTV). The addition of these enzymes to the genome editing toolbox will further expand the utility of this powerful technology.

RNA editing offers the opportunity to introduce either stable or transient modifications to nucleic acid sequence without permanent off-target effects, but installation of arbitrary edits into the transcriptome is currently infeasible. Here, we describe Programmable RNA Editing & Cleavage for Insertion, Substitution, and Erasure (PRECISE), a versatile RNA editing method for writing RNA of arbitrary length and sequence into existing pre-mRNAs via 59 or 39 trans-splicing. In trans-splicing, an exogenous template is introduced to compete with the endogenous pre-mRNA, allowing for replacement of upstream or downstream exon sequence. Using Cas7-11 cleavage of pre-mRNAs to bias towards editing outcomes, we boost the efficiency of RNA trans-splicing by 10-100 fold, achieving editing rates between 5-50% and 85% on endogenous and reporter transcripts, respectively, while maintaining high-fidelity. We demonstrate PRECISE editing across 11 distinct endogenous transcripts of widely varying expression levels, showcasing more than 50 types of edits, including all 12 possible transversions and transitions, insertions ranging from 1 to 1,863 nucleotides, and deletions. We show high efficiency replacement of exon 4 of MECP2, addressing most mutations that drive the Rett Syndrome; editing of SHANK3 transcripts, a gene involved in Autism; and replacement of exon 1 of HTT, removing the hallmark repeat expansions of Huntington9s disease. Whole transcriptome sequencing reveals the high precision of PRECISE editing and lack of off-target trans-splicing activity. Furthermore, we combine payload engineering and ribozymes for protein-free, high-efficiency trans-splicing, with demonstrated efficiency in editing HTT exon 1 via AAV delivery. We show that the high activity of PRECISE editing enables editing in non-dividing neurons and patient-derived Huntington9s disease fibroblasts. PRECISE editing markedly broadens the scope of genetic editing, is straightforward to deliver over existing gene editing tools like prime editing, lacks permanent off-targets, and can enable any type of genetic edit large or small, including edits not otherwise possible with existing RNA base editors, widening the spectrum of addressable diseases.

Forward genetic screens are powerful tools for the unbiased discovery and functional characterization of specific genetic elements associated with a phenotype of interest. Recently, the RNA-guided endonuclease Cas9 from the microbial immune system CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats) has been adapted for genome-scale screening by combining Cas9 with guide RNA libraries. Here we describe a protocol for genome-scale knockout and transcriptional activation screening using the CRISPR-Cas9 system. Custom- or ready-made guide RNA libraries are constructed and packaged into lentivirus for delivery into cells for screening. As each screen is unique, we provide guidelines for determining screening parameters and maintaining sufficient coverage. To validate candidate genes identified from the screen, we further describe strategies for confirming the screening phenotype as well as genetic perturbation through analysis of indel rate and transcriptional activation. Beginning with library design, a genome-scale screen can be completed in 6-10 weeks followed by 3-4 weeks of validation.

Microbial CRISPR-Cas defense systems have been adapted as a platform for genome editing applications built around the RNA-guided effector nucleases, such as Cas9. We recently reported the characterization of Cpf1, the effector nuclease of a novel type V-A CRISPR system, and demonstrated that it can be adapted for genome editing in mammalian cells. Unlike Cas9, which utilizes a trans-activating crRNA (tracrRNA) as well as the endogenous RNaseIII for maturation of its dual crRNA:tracrRNA guides, guide processing of the Cpf1 system proceeds in the absence of tracrRNA or other Cas (CRISPR associated) genes, suggesting that Cpf1 is sufficient for pre-crRNA maturation. This has important implications for genome editing, as it would provide a simple route to multiplex targeting. Here, we show for two Cpf1 orthologs that no other factors are required for array processing and demonstrate multiplex gene editing in mammalian cells as well as in the mouse brain by using a designed single CRISPR array.

We report a high-throughput screening approach to measure Staphylococcus aureus Cas9 (SaCas9) genome editing variation in human cells across a large repertoire of 88,692 single guide RNAs (sgRNAs) paired with matched or mismatched target sites in a synthetic cassette. We incorporated randomized barcodes that enable whitelisting of correctly synthesized molecules for further downstream analysis, in order to circumvent the limitation of oligonucleotide synthesis errors. We find SaCas9 sgRNAs with a 21-nucleotide spacer are most active against off-targets with single and double mismatches, compared to shorter or longer sgRNAs. Using this dataset, we developed an SaCas9 specificity model that performs well in ranking off-target sites. The barcoded pairwise library screen enabled high-fidelity recovery of guide-target relationships, providing a scalable framework for the investigation of CRISPR enzyme properties and general nucleic acid interactions.

Abstract The type III-E Cas7-11 effector nuclease forms a complex with a CRISPR RNA (crRNA) and the putative caspase-like protease Csx29, catalyzes crRNA-guided target RNA cleavage, and has been used for RNA targeting in eukaryotic cells. Here, we report cryo-electron microscopy structures of the Cas7-11–crRNA–Csx29 complex with and without target RNA, and demonstrate that target RNA binding induces a conformational change in Csx29 and results in the protease activation. Biochemical analysis confirmed that Cas7-11-bound Csx29 cleaves Csx30 in a target RNA-dependent manner. Reconstitution of the system in bacteria uncovered Csx30-dependent cellular toxicity regulated by Csx31, and that Csx29-mediated cleavage produces toxic Csx30 fragments, promoting cell death. We find that Csx30 can bind both Csx31 and the associated sigma factor RpoE, suggesting Csx30 can inhibit RpoE and modulate cellular stress response towards infection. Overall, the RNA-guided nuclease-protease activities of the Cas7-11–Csx29 effector complex facilitate protease-based programmed cell death.