In the guinea pig ileum myenteric plexus—longitudinal muscle preparation, dynorphin-(1—13) and the prototypical κ agonist ethylketocyclazocine had equally poor sensitivity to naloxone antagonism and showed selective cross protection in receptor inactivation experiments with the alkylating antagonist β-chlornaltrexamine. In binding assays with membranes from guinea pig brain, ethylketocyclazocine and dynorphin-(1—13) amide were more potent in displacing tritium-labeled ethylketocyclazocine than in displacing typical μ and δ opioid receptor ligands. In the two preparations studied, the dynorphin receptor appears to be the same as the κ opioid receptor.

Kisspeptin is encoded by the Kiss1 gene, and kisspeptin signaling plays a critical role in reproduction. In rodents, kisspeptin neurons in the arcuate nucleus (Arc) provide tonic drive to gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons, which in turn supports basal luteinizing hormone (LH) secretion. Our objectives were to determine whether preprodynorphin ( Dyn ) and neurokinin B ( NKB ) are coexpressed in Kiss1 neurons in the mouse and to evaluate its physiological significance. Using in situ hybridization, we found that Kiss1 neurons in the Arc of female mice not only express the Dyn and NKB genes but also the NKB receptor gene ( NK3 ) and the Dyn receptor [the κ opioid receptor ( KOR )] gene. We also found that expression of the Dyn , NKB , KOR , and NK3 in the Arc are inhibited by estradiol, as has been established for Kiss1 , and confirmed that Dyn and NKB inhibit LH secretion. Moreover, using Dyn and KOR knock-out mice, we found that long-term disruption of Dyn/KOR signaling compromises the rise of LH after ovariectomy. We propose a model whereby NKB and dynorphin act autosynaptically on kisspeptin neurons in the Arc to synchronize and shape the pulsatile secretion of kisspeptin and drive the release of GnRH from fibers in the median eminence.

Gene expression regulated by the cAMP response element (CRE) has been implicated in synaptic plasticity and long-term memory. It has been proposed that CRE-mediated gene expression is stimulated by signals that induce long-term potentiation (LTP). To test this hypothesis, we made mice transgenic for a CRE-regulated reporter construct. We focused on long-lasting long-term potentiation (L-LTP), because it depends on cAMP-dependent protein kinase activity (PKA) and de novo gene expression. CRE-mediated gene expression was markedly increased after L-LTP, but not after decremental LTP (D-LTP). Furthermore, inhibitors of PKA blocked L-LTP and associated increases in CRE-mediated gene expression. These data demonstrate that the signaling required for the generation of L-LTP but not D-LTP is sufficient to stimulate CRE-mediated transcription in the hippocampus.

Stress is a complex human experience having both positive and negative motivational properties. When chronic and uncontrollable, the adverse effects of stress on human health are considerable and yet poorly understood. Here, we report that the dysphoric properties of chronic stress are encoded by the endogenous opioid peptide dynorphin acting on specific stress-related neuronal circuits. Using different forms of stress presumed to evoke dysphoria in mice, we found that repeated forced swim and inescapable footshock both produced aversive behaviors that were blocked by a kappa-opioid receptor (KOR) antagonist and absent in mice lacking dynorphin. Injection of corticotropin-releasing factor (CRF) or urocortin III, key mediators of the stress response, produced place aversion that was also blocked by dynorphin gene deletion or KOR antagonism. CRF-induced place aversion was blocked by the CRF2 receptor antagonist antisauvigine-30, but not by the CRF1 receptor antagonist antalarmin. In contrast, place aversion induced by the KOR agonist U50,488 was not blocked by antisauvigine-30. These results suggest that the aversive effects of stress were mediated by CRF2 receptor stimulation of dynorphin release and subsequent KOR activation. Using a phospho-selective antibody directed against the activated KOR to image sites of dynorphin action in the brain, we found that stress and CRF each caused dynorphin-dependent KOR activation in the basolateral amygdala, nucleus accumbens, dorsal raphe, and hippocampus. The convergence of stress-induced aversive inputs on the dynorphin system was unexpected, implicates dynorphin as a key mediator of dysphoria, and emphasizes kappa-receptor antagonists as promising therapeutics.

It is hypothesized that Ca2+ stimulation of calmodulin (CaM)–activated adenylyl cyclases (AC1 or AC8) generates cAMP signals critical for late phase LTP (L-LTP) and long-term memory (LTM). However, mice lacking either AC1 or AC8 exhibit normal L-LTP and LTM. Here, we report that mice lacking both enzymes (DKO) do not exhibit L-LTP or LTM. To determine if these defects are due to a loss of cAMP increases in the hippocampus, DKO mice were unilaterally cannulated to deliver forskolin. Administration of forskolin to area CA1 before training restored normal LTM. We conclude that Ca2+-stimulated adenylyl cyclase activity is essential for L-LTP and LTM and that AC1 or AC8 can produce the necessary cAMP signal.

Previous studies have demonstrated that stress may increase prodynorphin gene expression, and κ opioid agonists suppress drug reward. Therefore, we tested the hypothesis that stress-induced release of endogenous dynorphin may mediate behavioral responses to stress and oppose the rewarding effects of cocaine. C57Bl/6 mice subjected to repeated forced swim testing (FST) using a modified Porsolt procedure at 30°C showed a characteristic stress-induced immobility response and a stress-induced analgesia observed with a tail withdrawal latency assay. Pretreatment with the κ opioid receptor antagonist nor-binaltorphimine (nor-BNI; 10 mg/kg, i.p.) blocked the stress-induced analgesia and significantly reduced the stress-induced immobility. The nor-BNI sensitivity of the behavioral responses suggests an activation of the κ opioid receptor by a stress-induced release of dynorphin peptides. Supporting this hypothesis, transgenic mice possessing a disrupted prodynorphin gene showed no increase in immobility or stress-induced analgesia after exposure to repeated FST. Because both stress and the κ opioid system can modulate the response to drugs of abuse, we tested the effects of forced swim stress on cocaine-conditioned place preference (CPP). FST-exposed mice conditioned with cocaine (15 mg/kg, s.c.) showed significant potentiation of place preference for the drug-paired chamber over the responses of unstressed mice. Surprisingly, nor-BNI pretreatment blocked stress-induced potentiation of cocaine CPP. Consistent with this result, mice lacking the prodynorphin gene did not show a stress-induced potentiation of cocaine CPP, whereas wild-type littermates did. The findings suggest that chronic swim stress may activate the κ opioid system to produce analgesia, immobility, and potentiation of the acute rewarding properties of cocaine in C57Bl/6 mice.

The structural features responsible for the high potency and opiate receptor specificity of the opioid peptide dynorphin in the guinea pig ileum myenteric plexus were examined. Successive removal of COOH-terminal amino acids from dynorphin-(1--13) demonstrated important contributions of lysine-13, lysine-11, and arginine-7 to the potency. Removal of the NH2-terminal tyrosine abolished the biologic activity. Several other structural modifications were shown to affect potency: substitution of D-alanine for glycine-2 reduced the potencies of dynorphin-(1--13) amide, -(1--11), and -(1--10); and methyl esterification of the COOH terminus enhanced the potencies of dynorphin-(1--12), -(1--10), -(1--9), -(1--8), and -(1--7). Within the dynorphin sequence, lysine-11 and arginine-7 were found to be important for selectivity of interaction with the dynorphin receptor, which is distinguishable from the mu receptor in this tissue.

Synaptic vesicle protein 2 (SV2) is a membrane glycoprotein common to all synaptic and endocrine vesicles. Unlike many proteins involved in synaptic exocytosis, SV2 has no homolog in yeast, indicating that it performs a function unique to secretion in higher eukaryotes. Although the structure and protein interactions of SV2 suggest multiple possible functions, its role in synaptic events remains unknown. To explore the function of SV2 in an in vivo context, we generated mice that do not express the primary SV2 isoform, SV2A, by using targeted gene disruption. Animals homozygous for the SV2A gene disruption appear normal at birth. However, they fail to grow, experience severe seizures, and die within 3 weeks, suggesting multiple neural and endocrine deficits. Electrophysiological studies of spontaneous inhibitory neurotransmission in the CA3 region of the hippocampus revealed that loss of SV2A leads to a reduction in action potential-dependent γ-aminobutyric acid (GABA)ergic neurotransmission. In contrast, action potential-independent neurotransmission was normal. Analyses of synapse ultrastructure suggest that altered neurotransmission is not caused by changes in synapse density or morphology. These findings demonstrate that SV2A is an essential protein and implicate it in the control of exocytosis.

The murine Ca(2+)-stimulated adenylyl cyclase (type I) (EC 4.6.1.1), which is expressed predominantly in brain, was inactivated by targeted mutagenesis. Ca(2+)-stimulated adenylyl cyclase activity was reduced 40-60% in the hippocampus, neocortex, and cerebellum. Long-term potentiation in the CA1 region of the hippocampus from mutants was perturbed relative to controls. Both the initial slope and maximum extent of changes in synaptic response were reduced. Although mutant mice learned to find a hidden platform in the Morris water task normally, they did not display a preference for the region where the platform had been when it was removed. These results indicate that disruption of the gene for the type I adenylyl cyclase produces changes in behavior and that the cAMP signal transduction pathway may play an important role in synaptic plasticity.

Abstract Hydrogen Peroxide (H 2 O 2 ) is a central oxidant in redox biology due to its pleiotropic role in physiology and pathology. However, real-time monitoring of H 2 O 2 in living cells and tissues remains a challenge. We address this gap with the development of an optogenetic hydRogen perOxide Sensor (oROS), leveraging the bacterial peroxide binding domain OxyR. Previously engineered OxyR-based fluorescent peroxide sensors lack the necessary sensitivity or response speed for effective real-time monitoring. By structurally redesigning the fusion of Escherichia coli (E. coli) ecOxyR with a circularly permutated green fluorescent protein (cpGFP), we created a novel, green-fluorescent peroxide sensor oROS-G. oROS-G exhibits high sensitivity and fast on-and-off kinetics, ideal for monitoring intracellular H 2 O 2 dynamics. We successfully tracked real-time transient and steady-state H 2 O 2 levels in diverse biological systems, including human stem cell-derived neurons and cardiomyocytes, primary neurons and astrocytes, and mouse neurons and astrocytes in ex vivo brain slices. These applications demonstrate oROS’s capabilities to monitor H 2 O 2 as a secondary response to pharmacologically induced oxidative stress, G-protein coupled receptor (GPCR)-induced cell signaling, and when adapting to varying metabolic stress. We showcased the increased oxidative stress in astrocytes via Aβ-putriscine-MAOB axis, highlighting the sensor’s relevance in validating neurodegenerative disease models. oROS is a versatile tool, offering a window into the dynamic landscape of H 2 O 2 signaling. This advancement paves the way for a deeper understanding of redox physiology, with significant implications for diseases associated with oxidative stress, such as cancer, neurodegenerative disorders, and cardiovascular diseases.