Abstract Three-dimensional (3D) cell culture technologies, such as organoids, are physiologically relevant models for basic and clinical applications. Automated microfluidics offers advantages in high-throughput and precision analysis of cells but is not yet compatible with organoids. Here, we present an automated, high-throughput, microfluidic 3D organoid culture and analysis system to facilitate preclinical research and personalized therapies. Our system provides combinatorial and dynamic drug treatments to hundreds of cultures and enables real-time analysis of organoids. We validate our system by performing individual, combinatorial, and sequential drug screens on human-derived pancreatic tumor organoids. We observe significant differences in the response of individual patient-based organoids to drug treatments and find that temporally-modified drug treatments can be more effective than constant-dose monotherapy or combination therapy in vitro. This integrated platform advances organoids models to screen and mirror real patient treatment courses with potential to facilitate treatment decisions for personalized therapy.

Abstract Single-cell technologies are becoming increasingly widespread and have been revolutionizing our understanding of cell identity, state, diversity and function. However, current platforms can be slow to apply to large-scale studies and resource-limited clinical arenas due to a variety of reasons including cost, infrastructure, sample quality and requirements. Here we report DNBelab C4 (C4), a negative pressure orchestrated, portable and cost-effective device that enables high-throughput single-cell transcriptional profiling. C4 system can efficiently allow discrimination of species-specific cells at high resolution and dissect tissue heterogeneity in different organs, such as murine lung and cerebral cortex. Finally, we show that the C4 system is comparable to existing platforms but has huge benefits in cost and portability and, as such, it will be of great interest for the wider scientific community.

Summary Infected cells communicate through secreted signaling molecules like cytokines, which inform nearby cells about the type, severity and location of pathogens. How differences in cytokine secretion affect inflammatory signaling over space and time, and how responding cells decode information from propagating cytokine signals are not understood. By computationally and experimentally studying NF-κB dynamics in co-cultures of signal sending cells (macrophages) and receiving cells (fibroblasts), we found that cytokine signals are transmitted by wave-like propagation of NF-κB activity and create well-defined cellular activation zones in a responding cell population. Remarkably, NF-κB dynamics in responding cells can simultaneously encode information about cytokine dose, duration, and distance to the cytokine source. Spatially-resolved transcriptional analysis revealed that responding cells transmit local cytokine information to distance specific pro-inflammatory gene expression patterns, creating “gene expression zones” in the population. Despite single-cell variability, the size and duration of the signaling zone is tightly controlled by the macrophage cytokine secretion profile. Our results highlight how macrophages tune their cytokine secretion dynamics to control signal transmission distance, and how NF-κB interprets these signals to coordinate inflammatory response in space and time.