Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) is the causative agent of the current coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic. A major virulence factor of SARS-CoVs is the nonstructural protein 1 (Nsp1), which suppresses host gene expression by ribosome association. Here, we show that Nsp1 from SARS-CoV-2 binds to the 40S ribosomal subunit, resulting in shutdown of messenger RNA (mRNA) translation both in vitro and in cells. Structural analysis by cryo-electron microscopy of in vitro-reconstituted Nsp1-40S and various native Nsp1-40S and -80S complexes revealed that the Nsp1 C terminus binds to and obstructs the mRNA entry tunnel. Thereby, Nsp1 effectively blocks retinoic acid-inducible gene I-dependent innate immune responses that would otherwise facilitate clearance of the infection. Thus, the structural characterization of the inhibitory mechanism of Nsp1 may aid structure-based drug design against SARS-CoV-2.

Abstract SARS-CoV-2 is the causative agent of the current COVID-19 pandemic. A major virulence factor of SARS-CoVs is the nonstructural protein 1 (Nsp1) which suppresses host gene expression by ribosome association via an unknown mechanism. Here, we show that Nsp1 from SARS-CoV-2 binds to 40S and 80S ribosomes, resulting in shutdown of capped mRNA translation both in vitro and in cells. Structural analysis by cryo-electron microscopy (cryo-EM) of in vitro reconstituted Nsp1-40S and of native human Nsp1-ribosome complexes revealed that the Nsp1 C-terminus binds to and obstructs the mRNA entry tunnel. Thereby, Nsp1 effectively blocks RIG-I-dependent innate immune responses that would otherwise facilitate clearance of the infection. Thus, the structural characterization of the inhibitory mechanism of Nsp1 may aid structure-based drug design against SARS-CoV-2.

Abstract Cells adjust to nutrient deprivation by reversible translational shut down. This is accompanied by maintaining inactive ribosomes in a hibernation state, where they are bound by proteins with inhibitory and protective functions. In eukaryotes, such a function was attributed to Stm1 (SERBP1 in mammals), and recently Lso2 (CCDC124 in mammals) was found to be involved in translational recovery after starvation from stationary phase. Here, we present cryo-electron microscopy (cryo-EM) structures of translationally inactive yeast and human ribosomes. We found Lso2/CCDC124 accumulating on idle ribosomes in the non-unrotated state, in contrast to Stm1/SERBP1-bound ribosomes, which display a rotated state. Lso2/CCDC124 bridges the decoding sites of the small with the GTPase-activating center of the large subunit. This position allows accommodation of the Dom34-dependent ribosome recycling system, which splits Lso2-containing but not Stm1-containing ribosomes. We propose a model in which Lso2 facilitates rapid translation reactivation by stabilizing the recycling-competent state of inactive ribosomes.

Abstract In eukaryotic translation, the termination and recycling phases are linked to subsequent initiation by persistence of several factors. These comprise the large eIF3 complex, eIF3j (Hcr1 in yeast) and the ATP-binding cassette protein ABCE1 (Rli1 in yeast). The ATPase is mainly active as a recycling factor, but it can remain bound to the dissociated 40S subunit until formation of 43S pre-initiation complexes. However, its functional role and native architectural context remains largely enigmatic. Here, we present an architectural inventory of native yeast and human ABCE1-containing pre-initiation complexes by cryo-EM. We found that ABCE1 was mostly associated with early 43S but also later 48S phases of initiation. It directly interacted with eIF3j via its unique iron-sulfur cluster domain and adopted a novel hybrid conformation, which was ATPase-inhibited and stabilized by an unknown factor bound between the nucleotide binding sites. Moreover, the native human samples provided a near-complete molecular picture of the architecture and sophisticated interaction network of the 43S-bound eIF3 complex and also the eIF2 ternary complex containing the initiator tRNA.

Abstract Stalled ribosomes are rescued by pathways that recycle the ribosome and target the nascent polypeptide for degradation. In E. coli , these pathways are triggered by ribosome collisions through recruitment of SmrB, a nuclease that cleaves the mRNA. In B. subtilis , the related protein MutS2 was recently implicated in ribosome rescue. Here we show that MutS2 is recruited to collisions by its SMR and KOW domains and reveal the interaction of these domains with collided ribosomes by cryo-EM. Using a combination of in vivo and in vitro approaches, we show that MutS2 uses its ABC ATPase activity to split ribosomes, targeting the nascent peptide for degradation by the ribosome quality control pathway. Notably, we see no evidence of mRNA cleavage by MutS2, nor does it promote ribosome rescue by tmRNA as SmrB cleavage does in E. coli . These findings clarify the biochemical and cellular roles of MutS2 in ribosome rescue in B. subtilis and raise questions about how these pathways function differently in various bacteria.