Despite remarkable success in the treatment of hematological malignancies, CAR T-cell therapies for solid tumors have floundered, in large part due to local immune suppression and the effects of prolonged stimulation leading to T-cell dysfunction and exhaustion. One mechanism by which gliomas and other cancers can hamper CAR T cells is through surface expression of inhibitory ligands such as programmed cell death ligand 1 (PD-L1). Using the CRIPSR-Cas9 system, we created universal CAR T cells resistant to PD-1 inhibition through multiplexed gene disruption of endogenous T-cell receptor (TRAC), beta-2 microglobulin (B2M) and PD-1 (PDCD1). Triple gene-edited CAR T cells demonstrated enhanced activity in preclinical glioma models. Prolonged survival in mice bearing intracranial tumors was achieved after intracerebral, but not intravenous administration. CRISPR-Cas9 gene-editing not only provides a potential source of allogeneic, universal donor cells, but also enables simultaneous disruption of checkpoint signaling that otherwise impedes maximal antitumor functionality.

Abstract Chimeric antigen receptor (CAR) T cells induce impressive responses in patients with hematologic malignancies but can also trigger cytokine release syndrome (CRS), a systemic toxicity caused by activated CAR T cells and innate immune cells. Although IFNγ production serves as a potency assay for CAR T cells, its biologic role in conferring responses in hematologic malignancies is not established. Here we show that pharmacologic blockade or genetic knockout of IFNγ reduced immune checkpoint protein expression with no detrimental effect on antitumor efficacy against hematologic malignancies in vitro or in vivo. Furthermore, IFNγ blockade reduced macrophage activation to a greater extent than currently used cytokine antagonists in immune cells from healthy donors and serum from patients with CAR T-cell–treated lymphoma who developed CRS. Collectively, these data show that IFNγ is not required for CAR T-cell efficacy against hematologic malignancies, and blocking IFNγ could simultaneously mitigate cytokine-related toxicities while preserving persistence and antitumor efficacy. Significance: Blocking IFNγ in CAR T cells does not impair their cytotoxicity against hematologic tumor cells and paradoxically enhances their proliferation and reduces macrophage-mediated cytokines and chemokines associated with CRS. These findings suggest that IFNγ blockade may improve CAR T-cell function while reducing treatment-related toxicity in hematologic malignancies. See interview with Stefanie R. Bailey, PhD, recipient of the 2023 Blood Cancer Discovery Award for Outstanding Journal Article: https://vimeo.com/847433865 See related content by McNerney et al., p. 90 (17). This article is highlighted in the In This Issue feature, p. 85

Recently, two mRNA vaccines to severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) have become available, but there is also an emergence of SARS-CoV-2 variants with increased transmissibility and virulence1-6. A major concern is whether the available vaccines will be equally effective against these variants. The vaccines are designed to induce an immune response against the SARS-CoV-2 spike protein7,8, which is required for viral entry to host cells9. Immunity to SARS-CoV-2 is often evaluated by antibody production, while less is known about the T-cell response. Here we developed, characterized, and implemented two standardized, functional assays to measure T-cell immunity to SARS-CoV-2 in uninfected, convalescent, and vaccinated individuals. We found that vaccinated individuals had robust T-cell responses to the wild type spike and nucleocapsid proteins, even more so than convalescent patients. We also found detectable but diminished T-cell responses to spike variants (B.1.1.7, B.1.351, and B.1.1.248) among vaccinated but otherwise healthy donors. Since decreases in antibody neutralization have also been observed with some variants10-12, investigation into the T-cell response to these variants as an alternative means of viral control is imperative. Standardized measurements of T-cell responses to SARS-CoV-2 are feasible and can be easily adjusted to determine changes in response to variants.

Approximately 50% of patients with hematologic malignancies relapse after chimeric antigen receptor (CAR) T cell treatment; mechanisms of failure include loss of CAR T persistence and tumor resistance to apoptosis. We hypothesized that both of these challenges could potentially be overcome by overexpressing one or more of the Bcl-2 family proteins in CAR T cells to reduce their susceptibility to apoptosis, both alone and in the presence of BH3 mimetics, which can be used to activate apoptotic machinery in malignant cells. We comprehensively investigated overexpression of different Bcl-2 family proteins in CAR T cells with different signaling domains as well as in different tumor types. We found that Bcl-xL and Bcl-2 overexpression in CAR T cells bearing a 4-1BB costimulatory domain resulted in increased expansion and antitumor activity, reduced exhaustion, and decreased apoptotic priming. In addition, CAR T cells expressing either Bcl-xL or a venetoclax-resistant Bcl-2 variant led to enhanced antitumor efficacy and survival in murine xenograft models of lymphoma and leukemia in the presence or absence of the BH3 mimetic venetoclax, a clinically approved BH3 mimetic. In this setting, Bcl-xL overexpression had stronger effects than overexpression of Bcl-2 or the Bcl-2(G101V) variant. These findings suggest that CAR T cells could be optimally engineered by overexpressing Bcl-xL to enhance their persistence while opening a therapeutic window for combination with BH3 mimetics to prime tumors for apoptosis.

Chimeric antigen receptor (CAR) T cells are highly effective in hematologic malignancies. However, loss of CAR T cells can contribute to relapse in a significant number of patients. These limitations could potentially be overcome by targeted gene editing to increase CAR T cell persistence. Here, we performed in vivo loss-of-function CRISPR screens in BCMA-targeting CAR T cells to investigate genes that influence CAR T cell persistence, function and efficacy in a human multiple myeloma model. We tracked the expansion and persistence of CRISPR-library edited T cells in vitro and then at early and late timepoints in vivo to track the performance of gene modified CAR T cells from manufacturing to survival in tumors. The screens revealed several context-specific regulators of CAR T cell expansion and persistence. Ablation of RASA2 and SOCS1 enhanced T cell expansion in vitro, while loss of PTPN2, ZC3H12A, and RC3H1 conferred early selective growth advantages to CAR T cells in vivo. Strikingly, we identified cyclin-dependent kinase inhibitor 1B (CDKN1B), a cell cycle regulator, as the most important factor limiting CAR T cell fitness at late timepoints in vivo. CDKN1B ablation increased BCMA CAR T cell proliferation and effector function in response to antigen, significantly enhancing tumor clearance and overall survival. Thus, our findings reveal differing effects of gene-perturbation on CAR T cells over time and in different selective environments, highlight CDKN1B as a promising target to generate highly effective CAR T cells for multiple myeloma, and underscore the importance of in vivo screening as a tool for identifying genes to enhance CAR T cell function and efficacy.