Brain-inspired hardware emulates the structure and working principles of a biological brain and may address the hardware bottleneck for fast-growing artificial intelligence (AI). Current brain-inspired silicon chips are promising but still limit their power to fully mimic brain function for AI computing. Here, we develop Brainoware , living AI hardware that harnesses the computation power of 3D biological neural networks in a brain organoid. Brain-like 3D in vitro cultures compute by receiving and sending information via a multielectrode array. Applying spatiotemporal electrical stimulation, this approach not only exhibits nonlinear dynamics and fading memory properties but also learns from training data. Further experiments demonstrate real-world applications in solving non-linear equations. This approach may provide new insights into AI hardware.

Abstract Opioids are commonly used for treating chronic pain. However, with continued use, they may induce tolerance and/or hyperalgesia, which limits therapeutic efficacy. The human mechanisms of opioid-induced hyperalgesia are significantly understudied, in part, because current models cannot fully recapitulate human pathology. Here, we engineered novel human spinal microphysiological systems (MPSs) integrated with plug-and-play neural activity sensing for modeling human nociception and opioid-induced tolerance. Each spinal MPS consists of a flattened human spinal cord organoid derived from human stem cells and a 3D printed organoid holder device for plug-and-play neural activity measurement. We found that the flattened organoid design of MPSs not only reduces hypoxia and necrosis in the organoids, but also promotes their neuron maturation, neural activity, and functional development. We further demonstrated that prolonged opioid exposure resulted in neurochemical correlates of opioid tolerance and hyperalgesia, as measured by altered neural activity, reduced densities of glutamate transporter levels and downregulation of μ-opioid receptor expression of human spinal MPSs. The MPSs are scalable, cost-effective, easy-to-use, and compatible with commonly-used well-plates, thus allowing plug-and-play measurements of neural activity. We believe the MPSs hold a promising translational potential for studying human pain etiology, screening new treatments, and validating novel therapeutics for human pain medicine.

Abstract The aging of the immune system drives systemic aging and the pathogenesis of age-related diseases. However, a significant knowledge gap remains in understanding immune-driven aging, especially in brain aging, due to the limited current in vitro models of neuro-immune interaction. Here we report the development of a human brain organoid microphysiological analysis platform (MAP) to discover the dynamic process of immune-driven brain aging. We create the organoid MAP by 3D printing that can confine organoid growth and perfuse oxygen and nutrients (and immune cells) to generate standardized human cortical organoids that promote viability, maturation, and commitment to human forebrain identity. Dynamic rocking flow is incorporated for the platform that allows us to perfuse primary monocytes from young (20 to 30-year-old) and aged (>60-year-old) donors and culture human cortical organoids for modeling and analyzing the aged immune cell interacting organoid tissues systematically. We discovered the aged monocytes had increased infiltration and promoted the expression of aging-related markers (e.g., p16 in astrocytes neighboring to monocytes) within human cortical organoids, indicating that aged monocytes may drive brain aging. We believe that our human brain organoid MAP provides promising solutions for basic research and translational applications in aging, neuroimmunological diseases, autoimmune disorders, and cancers.

Organoids, three-dimensional in vitro organ-like tissue cultures derived from stem cells, show promising potential for developmental biology, drug discovery, and regenerative medicine. However, the function and phenotype of current organoids, especially neural organoids, are still limited by insufficient diffusion of oxygen, nutrients, metabolites, signaling molecules, and drugs. Herein, we present Vascular network-Inspired Diffusible (VID) scaffolds to fully recapture the benefits of physiological diffusion physics for generating functional organoids and phenotyping their drug response. In a proof-of-concept application, the VID scaffolds, 3D-printed meshed tubular channel networks, support the successful generation of engineered human midbrain organoids almost without necrosis and hypoxia in commonly used well-plates. Compared to conventional organoids, these engineered organoids develop with more physiologically relevant features and functions including midbrain-specific identity, oxygen metabolism, neuronal maturation, and network activity. Moreover, these engineered organoids also better recapitulate pharmacological responses, such as neural activity changes to fentanyl exposure, compared to conventional organoids with significant diffusion limits. Combining these unique scaffolds and engineered organoids may provide insights for organoid development and therapeutic innovation.

Abstract Alzheimer’s disease (AD) is a debilitating condition that affects millions of people worldwide. One promising strategy for detecting and monitoring AD early on is using extracellular vesicles (EVs)-based point-of-care testing; however, diagnosing AD using EVs poses a challenge due to the low abundance of EV-biomarkers. Here, we present a fully integrated organic electrochemical transistor (OECT) that enables high accuracy, speed, and convenience in the detection of EVs from AD patients. We incorporated self-aligned acoustoelectric enhancement of EVs on a chip that rapidly propels, enriches, and specifically binds EVs to the OECT detection area. With our enhancement of pre-concentration, we increased the sensitivity to a limit of detection of 500 EV particles/μL and reduced the required detection time to just two minutes. We also tested the sensor on an AD mouse model to monitor AD progression, examined mouse Aβ EVs at different time courses, and compared them with intraneuronal Aβ cumulation using MRI. This innovative technology has the potential to diagnose Alzheimer’s and other neurodegenerative diseases accurately and quickly, enabling monitoring of disease progression and treatment response.

Neuroinflammation plays a central role in the progression of many neurodegenerative diseases such as Alzheimer's disease, and challenges remain in modeling these complex pathological or physiological processes. Here, we report an acoustofluidic 3D cell culture device that can rapidly construct 3D neurospheroids and inflammatory microenvironments for modeling microglia-mediated neuroinflammation in Alzheimer's disease. By incorporating a unique contactless and label-free acoustic assembly, this cell culture platform can assemble dissociated embryonic mouse brain cells into hundreds of uniform 3D neurospheroids with controlled cell numbers, composition (e.g. neurons, astrocytes, and microglia), and environmental components (e.g. amyloid-β aggregates) in hydrogel within minutes. Moreover, this cell culture platform can maintain and monitor the interaction among neurons, astrocytes, microglia, and amyloid-β aggregates in real-time for several days to weeks, after the integration of a high-throughput, time-lapse cell imaging approach. We demonstrated that our engineered 3D neurospheroids can represent the amyloid-β neurotoxicity, which is one of the main pathological features of Alzheimer's disease. Using this method, we also investigated the microglia migratory behaviors and activation in the engineered 3D inflammatory microenvironment at a high throughput manner, which is not easy to achieve in 2D neuronal cultures or animal models. Along with the simple fabrication and setup, the acoustofluidic system is compatible with conventional petri dishes and well-plates, supports the fine-tuning of the cellular and environmental components of 3D neurospheroids, and enables the high-throughput cellular interaction investigation. We believe our technology may be widely used in vitro brain models for modeling neurodegenerative diseases, discovering new drugs, and testing neurotoxicity.

Abstract The fusion of human organoids holds promising potential in modeling physiological and pathological processes of tissue genesis and organogenesis. However, current fused organoid models face challenges of high heterogeneity and variable reproducibility, which may stem from the random fusion of heterogeneous organoids. Thus, we developed a simple and versatile acoustofluidic method to improve the standardization of fused organoid models via a controllable spatial arrangement of organoids. By regulating dynamic acoustic fields within a hexagonal acoustofluidic device, we can rotate, transport, and fuse one organoid with another in a contact-free, label-free, and minimal-impact manner. As a proof-of-concept to model ventral tegmentum (VTA)-prefrontal cortex (PFC) projection, we acoustically fused human forebrain organoids (hFOs) and human midbrain organoids (hMOs) with the controllable alignment of neuroepithelial buds. We characterized the successful development of fused assembloids via robust tyrosine hydroxylase (TH) neuron projection, accompanied by an increase of firing rates and synchrony of excitatory neurons. Moreover, we found that our controllable fusion can promote neuron projection (e.g., range, length, and density), projection maturation (e.g., higher firing rate and synchrony), and neural progenitor cell (NPC) division in the assembloids. Thus, our acoustofluidic method would facilitate the standardization and robustness of organoid-based disease models and tissue engineering.

Perfluorooctane sulfonate (PFOS), a class of synthetic chemicals detected in various environmental compartments, has been associated with dysfunctions of the human central nervous system (CNS). However, the underlying neurotoxicology of PFOS exposure is largely understudied due to the lack of relevant human models. Here, we report bioengineered human midbrain organoid microphysiological systems (hMO-MPSs) to recapitulate the response of a fetal human brain to multiple concurrent PFOS exposure conditions. Each hMO-MPS consists of an hMO on a fully 3D printed holder device with a perfusable organoid adhesion layer for enhancing air-liquid interface culturing. Leveraging the unique, simply-fabricated holder devices, hMO-MPSs are scalable, easy to use, and compatible with conventional well-plates, and allow easy transfer onto a multiple-electrode array (MEA) system for plug-and-play measurement of neural activity. Interestingly, the neural activity of hMO-MPSs initially increased and subsequently decreased by exposure to a concentration range of 0, 30, 100, to 300 μM of PFOS. Furthermore, PFOS exposure impaired neural development and promoted neuroinflammation in the engineered hMO-MPSs. Along with PFOS, our platform is broadly applicable for studies toxicology of various other environmental pollutants.

Prenatal cannabis exposure (PCE) influences human brain development, but it is challenging to model PCE using animals and current cell culture techniques. Here, we developed a one-stop microfluidic platform to assemble and culture human cerebral organoids from human embryonic stem cells (hESC) to investigate the effect of PCE on early human brain development. By incorporating perfusable culture chambers, air-liquid interface, and one-stop protocol, this microfluidic platform can simplify the fabrication procedure, and produce a large number of organoids (169 organoids per 3.5 cm x 3.5 cm device area) without fusion, as compared with conventional fabrication methods. These one-stop microfluidic assembled cerebral organoids not only recapitulate early human brain structure, biology, and electrophysiology but also have minimal size variation and hypoxia. Under on-chip exposure to the psychoactive cannabinoid, delta-9-tetrahydrocannabinol (THC), cerebral organoids exhibited reduced neuronal maturation, downregulation of cannabinoid receptor type 1 (CB1) receptors, and impaired neurite outgrowth. Moreover, transient on-chip THC treatment also decreased spontaneous firing in microfluidic assembled brain organoids. This one-stop microfluidic technique enables a simple, scalable, and repeatable organoid culture method that can be used not only for human brain organoids but also for many other human organoids, including liver, kidney, retina, and tumor organoids. This technology could be widely used in modeling brain and other organ development, developmental disorders, developmental pharmacology and toxicology, and drug screening.