Brain-inspired hardware emulates the structure and working principles of a biological brain and may address the hardware bottleneck for fast-growing artificial intelligence (AI). Current brain-inspired silicon chips are promising but still limit their power to fully mimic brain function for AI computing. Here, we develop Brainoware , living AI hardware that harnesses the computation power of 3D biological neural networks in a brain organoid. Brain-like 3D in vitro cultures compute by receiving and sending information via a multielectrode array. Applying spatiotemporal electrical stimulation, this approach not only exhibits nonlinear dynamics and fading memory properties but also learns from training data. Further experiments demonstrate real-world applications in solving non-linear equations. This approach may provide new insights into AI hardware.

Abstract Opioids are commonly used for treating chronic pain. However, with continued use, they may induce tolerance and/or hyperalgesia, which limits therapeutic efficacy. The human mechanisms of opioid-induced hyperalgesia are significantly understudied, in part, because current models cannot fully recapitulate human pathology. Here, we engineered novel human spinal microphysiological systems (MPSs) integrated with plug-and-play neural activity sensing for modeling human nociception and opioid-induced tolerance. Each spinal MPS consists of a flattened human spinal cord organoid derived from human stem cells and a 3D printed organoid holder device for plug-and-play neural activity measurement. We found that the flattened organoid design of MPSs not only reduces hypoxia and necrosis in the organoids, but also promotes their neuron maturation, neural activity, and functional development. We further demonstrated that prolonged opioid exposure resulted in neurochemical correlates of opioid tolerance and hyperalgesia, as measured by altered neural activity, reduced densities of glutamate transporter levels and downregulation of μ-opioid receptor expression of human spinal MPSs. The MPSs are scalable, cost-effective, easy-to-use, and compatible with commonly-used well-plates, thus allowing plug-and-play measurements of neural activity. We believe the MPSs hold a promising translational potential for studying human pain etiology, screening new treatments, and validating novel therapeutics for human pain medicine.

Abstract The aging of the immune system drives systemic aging and the pathogenesis of age-related diseases. However, a significant knowledge gap remains in understanding immune-driven aging, especially in brain aging, due to the limited current in vitro models of neuro-immune interaction. Here we report the development of a human brain organoid microphysiological analysis platform (MAP) to discover the dynamic process of immune-driven brain aging. We create the organoid MAP by 3D printing that can confine organoid growth and perfuse oxygen and nutrients (and immune cells) to generate standardized human cortical organoids that promote viability, maturation, and commitment to human forebrain identity. Dynamic rocking flow is incorporated for the platform that allows us to perfuse primary monocytes from young (20 to 30-year-old) and aged (>60-year-old) donors and culture human cortical organoids for modeling and analyzing the aged immune cell interacting organoid tissues systematically. We discovered the aged monocytes had increased infiltration and promoted the expression of aging-related markers (e.g., p16 in astrocytes neighboring to monocytes) within human cortical organoids, indicating that aged monocytes may drive brain aging. We believe that our human brain organoid MAP provides promising solutions for basic research and translational applications in aging, neuroimmunological diseases, autoimmune disorders, and cancers.

Neuroinflammation plays a central role in the progression of many neurodegenerative diseases such as Alzheimer's disease, and challenges remain in modeling these complex pathological or physiological processes. Here, we report an acoustofluidic 3D cell culture device that can rapidly construct 3D neurospheroids and inflammatory microenvironments for modeling microglia-mediated neuroinflammation in Alzheimer's disease. By incorporating a unique contactless and label-free acoustic assembly, this cell culture platform can assemble dissociated embryonic mouse brain cells into hundreds of uniform 3D neurospheroids with controlled cell numbers, composition (e.g. neurons, astrocytes, and microglia), and environmental components (e.g. amyloid-β aggregates) in hydrogel within minutes. Moreover, this cell culture platform can maintain and monitor the interaction among neurons, astrocytes, microglia, and amyloid-β aggregates in real-time for several days to weeks, after the integration of a high-throughput, time-lapse cell imaging approach. We demonstrated that our engineered 3D neurospheroids can represent the amyloid-β neurotoxicity, which is one of the main pathological features of Alzheimer's disease. Using this method, we also investigated the microglia migratory behaviors and activation in the engineered 3D inflammatory microenvironment at a high throughput manner, which is not easy to achieve in 2D neuronal cultures or animal models. Along with the simple fabrication and setup, the acoustofluidic system is compatible with conventional petri dishes and well-plates, supports the fine-tuning of the cellular and environmental components of 3D neurospheroids, and enables the high-throughput cellular interaction investigation. We believe our technology may be widely used in vitro brain models for modeling neurodegenerative diseases, discovering new drugs, and testing neurotoxicity.

Abstract The fusion of human organoids holds promising potential in modeling physiological and pathological processes of tissue genesis and organogenesis. However, current fused organoid models face challenges of high heterogeneity and variable reproducibility, which may stem from the random fusion of heterogeneous organoids. Thus, we developed a simple and versatile acoustofluidic method to improve the standardization of fused organoid models via a controllable spatial arrangement of organoids. By regulating dynamic acoustic fields within a hexagonal acoustofluidic device, we can rotate, transport, and fuse one organoid with another in a contact-free, label-free, and minimal-impact manner. As a proof-of-concept to model ventral tegmentum (VTA)-prefrontal cortex (PFC) projection, we acoustically fused human forebrain organoids (hFOs) and human midbrain organoids (hMOs) with the controllable alignment of neuroepithelial buds. We characterized the successful development of fused assembloids via robust tyrosine hydroxylase (TH) neuron projection, accompanied by an increase of firing rates and synchrony of excitatory neurons. Moreover, we found that our controllable fusion can promote neuron projection (e.g., range, length, and density), projection maturation (e.g., higher firing rate and synchrony), and neural progenitor cell (NPC) division in the assembloids. Thus, our acoustofluidic method would facilitate the standardization and robustness of organoid-based disease models and tissue engineering.

Macroporous cryogel has the advantages of nutrient exchange and cell growth, and is an ideal material for tissue regeneration. In order to strengthen the machenical properties of cryogel for the widely use, a high strength gelatin/sodium alginate/nano hydroxyapatite (nHA) porous cryogel (GA-HA cryogel) was prepared by a simple freeze-thaw process. The mechanical strength of GA-HA cryogel increased significantly with the increase of nHA content. In vitro studies showed that GA-HA cryogel had good biocompatibility and no obvious cytotoxicity to MC3T3-E1 cells. The results of alkaline phosphatase activity assay and osteocalcin immunofluorescence staining showed that GA-HA1 porous hydrogel system could significantly increase the expression of MC3T3-E1 alkaline phosphatase and osteocalcin when the content of nHA was 1 ​%. In addition, porous GA-HA cryogel showed good performance in promoting bone regeneration in rat skull defect model. Therefore, the high-strength double network cryogel prepared in this study can provide new applications in bone repair and tissue regeneration.

Abstract Intrauterine growth restriction (IUGR) is a severe complication in swine production. Placental insufficiency is responsible for inadequate fetal growth, but the specific etiology of placental dysfunction-induced IUGR in pigs remains poorly understood. In this work, placenta samples supplying the lightest-weight (LW) and mean-weight (MW) pig fetuses in the litter at day 65 (D65) of gestation were collected, and the relationship between fetal growth and placental morphologies and functions was investigated using histomorphological analysis, RNA sequencing, quantitative polymerase chain reaction, and in-vitro experiment in LW and MW placentas. Results showed that the folded structure of the epithelial bilayer of LW placentas followed a poor and incomplete development compared with that of MW placentas. A total of 632 differentially expressed genes (DEGs) were screened out between the LW and MW placentas, and RACK1 was found to be downregulated in LW placentas. The DEGs were mainly enriched in translation, ribosome, protein synthesis, and mTOR signaling pathway according to GO and KEGG enrichment analyses. In-vitro experiments indicated that the decreased RACK1 in LW placentas may be involved in abnormal development of placental folds (PFs) by inhibiting the proliferation and migration of porcine trophoblast cells. Taken together, these results revealed that RACK1 may be a vital regulator in the development of PFs via regulating trophoblast ribosome function, proliferation, and migration in pigs.