Triphosphates of hydrophobic nucleotides d5SICS and dNaM are imported into Escherichia coli by an exogenous algal nucleotide triphosphate transporter and then used by an endogenous polymerase to replicate, and faithfully maintain over many generations of growth, a plasmid containing the d5SICS–dNaM unnatural base pair. The genetic code is simple: four bases that form two pairs (A–T and G–C) are used in all of life. Expansion of this code to incorporate unnatural nucleotides and base pairing has been a goal of synthetic biology, as it would open up ways to tailor organisms for directed purposes. Although this has been achieved in proof-of-principle experiments in vitro, stable propagation of an expanded code had not been demonstrated in vivo until now. Floyd Romesberg and colleagues present evidence that two hydrophobic nucleotides, d5SICSTP and dNaMTP, can be added to the medium in which Escherichia coli expressing an exogenous algal nucleotide triphosphate transporter is growing, and that these nucleotides will be incorporated in the genome and are not recognized as lesions by the repair pathway. Consequently, the unnatural-base-pair-containing DNA is replicated, without cell growth being significantly affected. Organisms are defined by the information encoded in their genomes, and since the origin of life this information has been encoded using a two-base-pair genetic alphabet (A–T and G–C). In vitro, the alphabet has been expanded to include several unnatural base pairs (UBPs)1,2,3. We have developed a class of UBPs formed between nucleotides bearing hydrophobic nucleobases, exemplified by the pair formed between d5SICS and dNaM (d5SICS–dNaM), which is efficiently PCR-amplified1 and transcribed4,5 in vitro, and whose unique mechanism of replication has been characterized6,7. However, expansion of an organism’s genetic alphabet presents new and unprecedented challenges: the unnatural nucleoside triphosphates must be available inside the cell; endogenous polymerases must be able to use the unnatural triphosphates to faithfully replicate DNA containing the UBP within the complex cellular milieu; and finally, the UBP must be stable in the presence of pathways that maintain the integrity of DNA. Here we show that an exogenously expressed algal nucleotide triphosphate transporter efficiently imports the triphosphates of both d5SICS and dNaM (d5SICSTP and dNaMTP) into Escherichia coli, and that the endogenous replication machinery uses them to accurately replicate a plasmid containing d5SICS–dNaM. Neither the presence of the unnatural triphosphates nor the replication of the UBP introduces a notable growth burden. Lastly, we find that the UBP is not efficiently excised by DNA repair pathways. Thus, the resulting bacterium is the first organism to propagate stably an expanded genetic alphabet.

Bisulfite sequencing detects 5mC and 5hmC at single-base resolution. However, bisulfite treatment damages DNA, which results in fragmentation, DNA loss, and biased sequencing data. To overcome these problems, enzymatic methyl-seq (EM-seq) was developed. This method detects 5mC and 5hmC using two sets of enzymatic reactions. In the first reaction, TET2 and T4-BGT convert 5mC and 5hmC into products that cannot be deaminated by APOBEC3A. In the second reaction, APOBEC3A deaminates unmodified cytosines by converting them to uracils. Therefore, these three enzymes enable the identification of 5mC and 5hmC. EM-seq libraries were compared with bisulfite-converted DNA, and each library type was ligated to Illumina adaptors before conversion. Libraries were made using NA12878 genomic DNA, cell-free DNA, and FFPE DNA over a range of DNA inputs. The 5mC and 5hmC detected in EM-seq libraries were similar to those of bisulfite libraries. However, libraries made using EM-seq outperformed bisulfite-converted libraries in all specific measures examined (coverage, duplication, sensitivity, etc.). EM-seq libraries displayed even GC distribution, better correlations across DNA inputs, increased numbers of CpGs within genomic features, and accuracy of cytosine methylation calls. EM-seq was effective using as little as 100 pg of DNA, and these libraries maintained the described advantages over bisulfite sequencing. EM-seq library construction, using challenging samples and lower DNA inputs, opens new avenues for research and clinical applications.

The novel severe acute respiratory syndrome coronoavirus-2 (SARS-CoV-2), the causative agent of COVID-19 illness, has caused over 2 million infections worldwide in four months. In SARS coronaviruses, the non-structural protein 16 (nsp16) methylates the 5'-end of virally encoded mRNAs to mimic cellular mRNAs, thus protecting the virus from host innate immune restriction. We report here the high-resolution structure of a ternary complex of full-length nsp16 and nsp10 of SARS-CoV-2 in the presence of cognate RNA substrate and a methyl donor, S-adenosyl methionine. The nsp16/nsp10 heterodimer was captured in the act of 2'-O methylation of the ribose sugar of the first nucleotide of SARS-CoV-2 mRNA. We reveal large conformational changes associated with substrate binding as the enzyme transitions from a binary to a ternary state. This structure provides new mechanistic insights into the 2'-O methylation of the viral mRNA cap. We also discovered a distantly located ligand-binding site unique to SARS-CoV-2 that may serve as an alternative target site for antiviral development.

Abstract The predominant methodology for DNA methylation analysis relies on the chemical deamination by sodium bisulfite of unmodified cytosine to uracil to permit the differential readout of methylated cytosines. Bisulfite treatment damages the DNA leading to fragmentation and loss of long-range methylation information. To overcome this limitation of bisulfite treated DNA we applied a new enzymatic deamination approach, termed EM-seq (Enzymatic Methyl-seq) to long-range sequencing technologies. Our methodology, named LR-EM-seq (Long Range Enzymatic Methyl-seq) preserves the integrity of DNA allowing long-range methylation profiling of 5-mC and 5-hmC over several kilobases of genomic DNA. When applied to known differentially methylated regions (DMR), LR-EM-seq achieves phasing of over 5 kb resulting in broader and better defined DMRs compared to previously reported. This result demonstrated the importance of phasing methylation for biologically relevant questions and the applicability of LR-EM-seq for long range epigenetic analysis at single molecule and single nucleotide resolution.

The SARS-CoV-2 nsp16/nsp10 enzyme complex modifies the 2'-OH of the first transcribed nucleotide of the viral mRNA by covalently attaching a methyl group to it. The 2'-O methylation of the first nucleotide converts the status of mRNA cap from Cap-0 to Cap-1, and thus, helps the virus evade immune surveillance in the host cell. Here, we report two structures of nsp16/nsp10 representing pre- and post-release states of the RNA product (Cap-1). We observe overall widening of the enzyme upon product formation, and an inward twisting motion in the substrate binding region upon product release. These conformational changes reset the enzyme for the next round of catalysis. The structures also identify a unique binding mode and the importance of a divalent metal ion for 2'-O methylation. We also describe underlying structural basis for the perturbed enzymatic activity of a clinical variant of SARS-CoV-2, and a previous SARS-CoV outbreak strain.

Abstract Cytosine deaminases have important uses in the detection of epigenetic modifications and in genome editing. However, the range of applications of deaminases is limited by a small number of well characterized enzymes. To expand the toolkit of deaminases, we developed an in-vitro approach that bypasses a major hurdle with their severe toxicity in expression hosts. We systematically assayed the activity of 175 putative cytosine deaminases on an unprecedented variety of substrates with epigenetically relevant base modifications. We found enzymes with high activity on double- and single-stranded DNA in various sequence contexts including novel CpG-specific deaminases, as well as enzymes without sequence preference. We also report, for the first time, enzymes that do not deaminate modified cytosines. The remarkable diversity of cytosine deaminases opens new avenues for biotechnological and medical applications. Using a newly discovered non-specific, modification-sensitive double-stranded DNA deaminase, we developed a nondestructive single-enzyme 5-methylctyosine sequencing (SEM-seq) method. SEM-seq enables accurate, high-coverage, base-resolution methylome mapping of scarce biological material including clinically relevant cell-free DNA (cfDNA) and single-cell equivalent 10 pg input DNA. Using SEM-seq, we generated highly reproducible base-resolution 5mC maps, accounting for nearly 80% of CpG islands for a low input human cfDNA sample offering valuable information for identifying potential biomarkers for detection of early-stage cancer and other diseases. This streamlined protocol will enable robust, high-throughput, high-coverage epigenome profiling of challenging samples in research and clinical settings.

Abstract Shotgun metagenomic sequencing is a powerful approach to study microbiomes in an unbiased manner and of increasing relevance for identifying novel enzymatic functions. However, the potential of metagenomics to relate from microbiome composition to function has thus far been underutilized. Here, we introduce the Metagenomics Genome-Phenome Association (MetaGPA) study framework, which allows to link genetic information in metagenomes with a dedicated functional phenotype. We applied MetaGPA to identify enzymes associated with cytosine modifications in environmental samples. From the 2365 genes that met our significance criteria, we confirm known pathways for cytosine modifications and proposed novel cytosine-modifying mechanisms. Specifically, we characterized and identified a novel nucleic acid modifying enzyme, 5-hydroxymethylcytosine carbamoyltransferase, that catalyzes the formation of a previously unknown cytosine modification, 5-carbamoyloxymethylcytosine, in DNA and RNA. Our work introduces MetaGPA as a novel and versatile tool for advancing functional metagenomics.

ABSTRACT Maintenance of genomic methylation patterns at DNA replication forks by DNMT1 is the key to faithful mitotic inheritance. DNMT1 is often overexpressed in cancer cells and the DNA hypomethylating agents azacytidine and decitabine are currently used in the treatment of hematologic malignancies. However, the toxicity of these cytidine analogs and their ineffectiveness in treating solid tumors have limited wider clinical use. GSK-3484862 is a newly-developed, dicyanopyridine containing, non-nucleoside DNMT1-selective inhibitor with low cellular toxicity. Here, we show that GSK-3484862 targets DNMT1 for protein degradation in both cancer cell lines and murine embryonic stem cells (mESCs). DNMT1 depletion was rapid, taking effect within hours following GSK-3484862 treatment, leading to global hypomethylation. Inhibitor-induced DNMT1 degradation was proteasome-dependent, with no discernible loss of DNMT1 mRNA. In mESCs, GSK-3484862-induced Dnmt1 degradation requires Uhrf1, an accessory factor of Dnmt1 with E3 ubiquitin ligase activity. We also show that Dnmt1 depletion and DNA hypomethylation induced by the compound are reversible after its removal. Together, these results indicate that this DNMT1-selective degrader/inhibitor will be a valuable tool for dissecting both coordinated events linking DNA methylation to gene expression and identifying downstream effectors that ultimately regulate cellular response to altered DNA methylation patterns in a tissue/cell-specific manner. Highlights GSK-3484862 targets DNMT1 for protein degradation in a wide-range of cancer cell lines, without a decrease in DNMT1 mRNA levels DNMT1 depletion leads to a >50% loss of global DNA methylation in cells within 2-days of treatment with GSK-3484862 GSK-3484862-induced DNMT1 degradation is proteasome-dependent In mESCs, Uhrf1 is required for GSK-3484862 to induce Dnmt1 degradation

Abstract The modified DNA base 2,6 aminopurine (2-aminoadenine, (d)Z base) was originally found in phages to counteract host encoded restriction systems. However, only a limited number of restriction endonucleases (REases) have been tested on dZ-modified DNA. Herein we report the results of 147 REases activity on dZ-modified PCR DNA. Among the enzymes tested, 53.1% are resistant or partially resistant, and 46.9% are sensitive when the restriction sites contain 1 to 6 modified bases. Sites with 4-6 dZ substitutions are most likely resistant to Type II restriction. Our results support the notion that dZ-modified phage genomes are evolved to combat host- encoded restriction systems. dZ-modified DNA can also “slow down” phage T5 exonuclease degradation, but it has no effect on RecBCD digestion. When two genes for dZ biosynthesis and one gene for dATP hydrolysis from Salmonella phage PMBT28 ( purZ (adenylosuccinate synthetase), datZ (dATP triphosphohydrolase), and mazZ ((d)GTP-specific diphosphohydrolase) were cloned into E. coli plasmid, dZ incorporation level reached 19-20% dZ/(dZ+dA). dZ level can be further increased to 28.9-44.3% with co-expression of a DNA polymerase gene from the same phage. High level of dZ incorporation in recombinant plasmid is possible by co-expression of purZ, mazZ, datZ and phage DNA helicase, dpo Z (DNA polymerase) and ssb (single-stranded DNA binding protein SSB). This work has a general interest for molecular biologists working on dZ DNA modification and restriction systems. It provides a foundation for future research on screening dZ-dependent Type IV restriction systems. The results presented herein may have implication in gene therapy utilizing dZ-modified DNA, provided that human RNA polymerase variants can efficiently perform transcription from a dZ-modified template.

Abstract Methyltransferase like-3 (METTL3) and METTL14 complex transfers a methyl group from S -adenosyl-L-methionine to N 6 amino group of adenosine bases in RNA (m 6 A) and DNA (m 6 dA). Emerging evidence highlights a role of METTL3-METTL14 in the chromatin context, especially in processes where DNA and RNA are held in close proximity. However, a mechanistic framework about specificity for substrate RNA/DNA and their interrelationship remain unclear. By systematically studying methylation activity and binding affinity to a number of DNA and RNA oligos with different propensities to form inter- or intra-molecular duplexes or single-stranded molecules in vitro , we uncover an inverse relationship for substrate binding and methylation and show that METTL3-METTL14 preferentially catalyzes the formation of m 6 dA in single-stranded DNA (ssDNA), despite weaker binding affinity to DNA. In contrast, it binds structured RNAs with high affinity, but methylates the target adenosine in RNA (m 6 A) much less efficiently than it does in ssDNA. We also show that METTL3-METTL14-mediated methylation of DNA is largely regulated by structured RNA elements prevalent in long noncoding and other cellular RNAs.