Abstract Tracking active transcription with the nuclear run-on (NRO) assays has been instrumental in uncovering mechanisms of gene regulation. The coupling of NROs with high-throughput sequencing has facilitated the discovery of previously unannotated or undetectable RNA classes genome-wide. Precision run-on sequencing (PRO-seq) is a run-on variant that maps polymerase active sites with nucleotide or near-nucleotide resolution. One main drawback to this and many other nascent RNA detection methods is the somewhat intimidating multi-day workflow associated with creating the libraries suitable for high-throughput sequencing. Here, we present an improved PRO-seq protocol where many of the enzymatic steps are carried out while the biotinylated NRO RNA remains bound to streptavidin-coated magnetic beads. These adaptations reduce time, sample loss and RNA degradation, and we demonstrate that the resulting libraries are of the same quality as libraries generated using the original published protocol. The assay is also more sensitive which permits reproducible, high-quality libraries from 10 4 –10 5 cells instead of 10 6 –10 7 . Altogether, the improved protocol is more tractable allows for nascent RNA profiling from small samples, such as rare samples or FACS sorted cell populations.

Abstract Transcription is the primary regulatory step in gene expression. Divergent transcription initiation from promoters and enhancers produces stable RNAs from genes and unstable RNAs from enhancers 1,2 . Nascent RNA capture and sequencing assays simultaneously measure gene and enhancer activity in cell populations 3 . However, fundamental questions about the temporal regulation of transcription and enhancer–gene coordination remain unanswered, primarily because of the absence of a single-cell perspective on active transcription. In this study, we present scGRO–seq—a new single-cell nascent RNA sequencing assay that uses click chemistry—and unveil coordinated transcription throughout the genome. We demonstrate the episodic nature of transcription and the co-transcription of functionally related genes. scGRO–seq can estimate burst size and frequency by directly quantifying transcribing RNA polymerases in individual cells and can leverage replication-dependent non-polyadenylated histone gene transcription to elucidate cell cycle dynamics. The single-nucleotide spatial and temporal resolution of scGRO–seq enables the identification of networks of enhancers and genes. Our results suggest that the bursting of transcription at super-enhancers precedes bursting from associated genes. By imparting insights into the dynamic nature of global transcription and the origin and propagation of transcription signals, we demonstrate the ability of scGRO–seq to investigate the mechanisms of transcription regulation and the role of enhancers in gene expression.

Understanding the mechanisms controlling invasive spread of normal and transformed cells is central to understanding diverse processes including cancer progression. Here, we report that Yes-associated protein (YAP), a central transcriptional regulator implicated in controlling organ and body size, modulates a Rho-GTPase switch that drives cellular migration by directly transactivating the Rac1-GEF protein TRIO. Additionally, YAP and TRIO activate STAT3 to promote invasive behavior. While we find this YAP-dependent infiltrative program in many cell types, it is particularly enhanced in a patient specific way in the most common malignant brain tumor, glioblastoma (GBM), where hyperactivation of the YAP-mediated TRIO and STAT3 network also confers poor patient outcome and up-regulation of genes associated with the Mesenchymal subtype of GBM. Our analysis suggests that the YAP-TRIO-STAT3 signaling network identified in this study is a ubiquitous regulator of invasive cell spread in a variety of normal and pathological contexts.

Chromatin features are characterized by genome-wide assays for nucleosome location, protein binding sites, 3-dimensional interactions, and modifications to histones and DNA. For example, Assay for Transposase Accessible Chromatin sequencing (ATAC-seq) identifies nucleosome-depleted (open) chromatin, which harbors potentially active gene regulatory sequences; and bisulfite sequencing (BS-seq) quantifies DNA methylation. When two distinct chromatin features like these are assayed separately in populations of cells, it is impossible to determine, with certainty, where the features are coincident in the genome by simply overlaying datasets. Here we describe methyl-ATAC-seq (mATAC-seq), which implements modifications to ATAC-seq, including subjecting the output to BS-seq. Merging these assays into a single protocol identifies the locations of open chromatin, and reveals, unambiguously, the DNA methylation state of the underlying DNA. Such combinatorial methods eliminate the need to perform assays independently and infer where features are coincident.

Most studies of responses to transcriptional stimuli measure changes in cellular mRNA concentrations. By sequencing nascent RNA instead, it is possible to detect changes in transcription in minutes rather than hours, and thereby distinguish primary from secondary responses to regulatory signals. Here, we describe the use of PRO-seq to characterize the immediate transcriptional response in human cells to celastrol, a compound derived from traditional Chinese medicine that has potent anti-inflammatory, tumor-inhibitory and obesity-controlling effects. Our analysis of PRO-seq data for K562 cells reveals dramatic transcriptional effects soon after celastrol treatment at a broad collection of both coding and noncoding transcription units. This transcriptional response occurred in two major waves, one within 10 minutes, and a second 40-60 minutes after treatment. Transcriptional activity was generally repressed by celastrol, but one distinct group of genes, enriched for roles in the heat shock response, displayed strong activation. Using a regression approach, we identified key transcription factors that appear to drive these transcriptional responses, including members of the E2F and RFX families. We also found sequence-based evidence that particular TFs drive the activation of enhancers. We observed increased polymerase pausing at both genes and enhancers, suggesting that pause release may be widely inhibited during the celastrol response. Our study demonstrates that a careful analysis of PRO-seq time course data can disentangle key aspects of a complex transcriptional response, and it provides new insights into the activity of a powerful pharmacological agent.

Distal enhancers remain one of the least understood regulatory elements with pivotal roles in development and disease. We used massively parallel reporter assays to perform functional comparisons of two leading enhancer models and find that gene-distal transcription start sites (TSSs) are robust predictors of enhancer activity with higher resolution and specificity than histone modifications. We show that active enhancer units are precisely delineated by active TSSs, validate that these boundaries are sufficient to capture enhancer function, and confirm that core promoter sequences are required for this activity. Finally, we assay pairs of adjacent units and find that their cumulative activity is best predicted by the strongest unit within the pair. Synthetic fusions of enhancer units demonstrate that adjacency imposes winner-takes-all logic, revealing a simple design for a maximum-activity filter of enhancer unit outputs. Together, our results define fundamental enhancer units and a principle of non-cooperativity between adjacent units.

Transcription is the primary regulatory step in gene expression. Divergent transcription initiation from promoters and enhancers produces stable RNAs from genes and unstable RNAs from enhancers. Nascent RNA capture and sequencing assays simultaneously measure gene and enhancer activity in cell populations. However, fundamental questions in the temporal regulation of transcription and enhancer-gene synchrony remain unanswered primarily due to the absence of a single-cell perspective on active transcription. In this study, we present scGRO-seq - a novel single-cell nascent RNA sequencing assay using click-chemistry - and unveil the coordinated transcription throughout the genome. scGRO-seq demonstrates the episodic nature of transcription, and estimates burst size and frequency by directly quantifying transcribing RNA polymerases in individual cells. It reveals the co-transcription of functionally related genes and leverages the replication-dependent non-polyadenylated histone genes transcription to elucidate cell-cycle dynamics. The single-nucleotide spatial and temporal resolution of scGRO-seq identifies networks of enhancers and genes and indicates that the bursting of transcription at super-enhancers precedes the burst from associated genes. By imparting insights into the dynamic nature of transcription and the origin and propagation of transcription signals, scGRO-seq demonstrates its unique ability to investigate the mechanisms of transcription regulation and the role of enhancers in gene expression.

Enhancer RNAs (eRNA) are non-coding RNAs transcribed bidirectionally from active regulatory sequences. Their expression levels correlate with the activating potentials of the enhancers, but due to their instability, eRNAs have proven difficult to quantify in large scale. To overcome this, we use capped-nascent-RNA sequencing to efficiently capture the bidirectional initiation of eRNAs. We apply this in large scale to the human lymphoblastoid cell lines from the Yoruban population, and detected nearly 75,000 eRNA transcription sites with high sensitivity and specificity. We identify genetic variants significantly associated with overall eRNA initiation levels, as well as the transcription directionality between the two divergent eRNA pairs, namely the transcription initiation and directional initiation quantitative trait loci (tiQTLs and diQTLs) respectively. High-resolution analyses of these two types of eRNA QTLs reveal distinct positions of enrichment not only at the central transcription factor (TF) binding regions but also at the flanking eRNA initiation regions, both of which are equivalently associated with mRNA expression QTLs. These two regions - the central TF binding footprint and the eRNA initiation cores - define the bipartite architecture and the function of enhancers, and may provide further insights into interpreting the significance of non-coding regulatory variants.