Making the right contacts Contacts between the endoplasmic reticulum (ER) and mitochondria mediate key physiological processes such as Ca 2+ exchange and lipid biogenesis. wiIn yeast, ER and mitochondria are tethered by a complex of four proteins called ERMES. However, no functional orthologs of these ERMES complex proteins have been identified in metazoans. Hirabayashi et al. identified PDZD8 as a structural and functional ortholog of the yeast ERMES protein MMM1 (see the Perspective by Lombardi and Elrod). PDZD8 was found at ER-mitochondria contact sites and was required for ER-mitochondria tethering in mammalian cells. In neuronal dendrites, PDZD8 regulated synaptically evoked Ca 2+ dynamics, which underscores the importance of interorganelle membrane contacts in cell physiology. Science , this issue p. 623 ; see also p. 591

ABSTRACT Nanoscale resolution imaging of whole vertebrates is required for a systematic understanding of human diseases, but this has yet to be realized. Expansion microscopy (ExM) is an attractive option for achieving this goal, but the expansion of whole vertebrates has not been demonstrated due to the difficulty of expanding hard body components. Here, we demonstrate whole-body ExM, which enables nanoscale resolution imaging of anatomical structures, proteins, and endogenous fluorescent proteins (FPs) of whole zebrafish larvae and mouse embryos by expanding them fourfold. We first show that post-digestion decalcification and digestion kinetics matching are critical steps in the expansion of whole vertebrates. Then, whole-body ExM is combined with the improved pan-protein labeling approach to demonstrate the three-dimensional super-resolution imaging of antibody- or FP-labeled structures and all major anatomical structures surrounding them. We also show that whole-body ExM enables visualization of the nanoscale details of neuronal structures across the entire body.

Neurons display extreme degrees of polarization, including compartment-specific organelle morphology. In cortical pyramidal neurons, dendritic mitochondria are long and tubular whereas axonal mitochondria display uniformly short length. Here, we explored the functional significance of maintaining small mitochondria for axonal development in vitro and in vivo. We report that the Drp1 receptor Mitochondrial fission factor (MFF) is required for determining the size of mitochondria entering the axon and then for maintenance of their size along the distal portions of the axon without affecting their trafficking properties, presynaptic capture, membrane potential or capacity for ATP production. Strikingly, this increase in presynaptic mitochondrial size upon MFF downregulation augments their capacity for Ca2+ ([Ca2+]m) uptake during neurotransmission, leading to reduced presynaptic [Ca2+]c accumulation, decreased presynaptic release and terminal axon branching. Our results uncover a novel mechanism controlling neurotransmitter release and axon branching through fission-dependent regulation of presynaptic mitochondrial size.

Abstract There are significant limitations in investigating complex neural circuits in vivo , including drawbacks to midline-adjacent surgeries, limited accessibility to deep brain regions and number of feasible regional targets for simultaneous recordings, and analytical or experimental biases from recording one columnar plane. On the other hand, recording extracellular neural signals ex vivo or in vitro using planar microelectrode arrays (MEAs) only permits slice surface recordings, and since conventional slices under 400 μm-thick or dissociated cultures are used, no experiments contain a physiological multi-region circuit, drastically limiting conclusions about connectivity and pharmacology. Using thick, tract-preserving acute brain slices to record otherwise unassailable neural circuits ex vivo combines the strengths of both types of experiments, but is assumed to precipitate ischemic injury due to oxygen scarcity within the slice. Here, we report the first application of custom, multi-region silicon neural probe arrays to record spontaneous activity & optogenetically-induced functional connectivity acrosshe mesocorticolimbic pathway within tract-preserving 800 μm sagittal mouse brain slices, compared with 400 μm slices, among three brain regions: the ventral tegmental area (VTA), ventral striatum (VS), & medial prefrontal cortex (mPFC). We show that most single-unit signals are an order of magnitude below the noise floor seen using silicon probes in vivo , providing unit yields far higher than previously assumed, allowing for a deep functional understanding of acute slice condition compared to the assumed deterioration due to ischemia. Overall, our method allows for acute circuit manipulations beyond what is available in vivo, with far more information than conventional slice preparations.

ABSTRACT Neurons in the brain have a uniquely polarized structure consisting of multiple dendrites and a single axon generated from a cell body. Interestingly, intracellular mitochondria also show strikingly polarized morphologies along the dendrites and axons: in cortical pyramidal neurons (PNs) dendritic mitochondria have a long and tubular shape, while axonal mitochondria are small and circular. Mitochondria play important roles in each compartment of the neuron by generating ATP and buffering calcium, thereby affecting synaptic transmission and neuronal development. In addition, mitochondrial shape, and thereby function, is dynamically altered by environmental stresses such as oxidative stress, or in various neurodegenerative diseases including Alzheimer’s disease and Parkinson’s disease. Although the importance of altered mitochondrial shape has been claimed by multiple studies, methods for studying this stress-sensitive organelle have not been standardized. Here we address the pertinent steps that influence mitochondrial morphology during experimental processes. We demonstrate that fixative solutions containing only paraformaldehyde (PFA), or that introduce hypoxic conditions during the procedure induce dramatic fragmentation of mitochondria both in vitro and in vivo. This disruption was not observed following the use of glutaraldehyde addition or oxygen supplementation, respectively. Finally, using pre-formed fibril α-synuclein treated neurons, we show a difference between mitochondrial morphology when samples were fixed with PFA/glutaraldehyde or PFA/sucrose containing solutions, but not PFA alone. Our study provides optimized methods for examining mitochondrial morphology in neurons, and demonstrates that fixation conditions are critical when investigating the underlying cellular mechanisms involving mitochondria in physiological and neurodegenerative disease models.