ABSTRACT Investigation of potential hosts of the severe acute respiratory syndrome coronavirus-2 (SARS-CoV-2) is crucial to understanding future risks of spillover and spillback. SARS-CoV-2 has been reported to be transmitted from humans to various animals after requiring relatively few mutations.[1] There is significant interest in describing how the virus interacts with mice as they are well adapted to human environments, are used widely as infection models and can be infected.[2] Structural and binding data of the mouse ACE2 receptor with the Spike protein of newly identified SARS-CoV-2 variants are needed to better understand the impact of immune system evading mutations present in variants of concern (VOC). Previous studies have developed mouse-adapted variants and identified residues critical for binding to heterologous ACE2 receptors.[3,4] Here we report the cryo-EM structures of mouse ACE2 bound to trimeric Spike ectodomains of four different VOC: Beta, Omicron BA.1, Omicron BA.2.12.1 and Omicron BA.4/5. These variants represent the oldest to the newest variants known to bind the mouse ACE2 receptor. Our high-resolution structural data complemented with bio-layer interferometry (BLI) binding assays reveal a requirement for a combination of mutations in the Spike protein that enable binding to the mouse ACE2 receptor. AUTHOR SUMMARY The SARS-CoV-2 virus can infect different types of animals beyond humans. The virus uses its Spike protein on its surface to bind to cells. These cells have a protein called ACE2 that the Spike protein recognizes. Animals have slightly different ACE2 receptors compared to humans. Mice are widely used as a research animal and live in the same environments as humans so scientists are particularly interested. Understanding how Spike proteins binds to the mouse ACE2 receptor allows us to understand the impact of immune evading mutations found in new variants. We use a high resolution imaging technique called cryo-electron microscopy to look at how different Spike variants bind to the ACE2 receptor from mouse at a resolution where we can see the amino acids. We can see directly the individual amino acids and mutations on the Spike protein that interact with the mouse ACE2 receptor. Many of the mutations found in variants of concern also increase the strength of binding to the mouse ACE2 receptor. This result suggests that mutations in the Spike protein of future variants may have an additional effect in influencing how it binds to not only human ACE2 receptors but to mice and also different animals.

Abstract Protein synthesis is essential to cells and requires a constant supply of nutrients. Amino acid starvation leads to accumulation of uncharged tRNAs that promote ribosomal stalling, which is sensed by the protein kinase Gcn2, together with its effector proteins, Gcn1 and Gcn20. Activation of Gcn2 phosphorylates eIF2, leading to a global repression of translation. Fine-tuning of this adaptive response is performed by the Rbg2/Gir2 complex, which is a negative regulator of Gcn2. Despite the wealth of biochemical data, structures of Gcn proteins on the ribosome have remained elusive. Here we present a cryo-electron microscopy structure of the yeast Gcn1 protein in complex with stalled and colliding 80S ribosomes. Gcn1 interacts with both 80S ribosomes within the disome, such that the Gcn1 HEAT repeats span from the P-stalk region on the colliding ribosome to the A-site region of the lead ribosome. The lead ribosome is stalled in a non-rotated state with peptidyl-tRNA in the A-site, uncharged tRNA in the P-site, eIF5A in the E-site, as well as Rbg2/Gir2 located in the A-site factor binding region. By contrast, the colliding ribosome adopts a rotated state with peptidyl-tRNA in a hybrid A/P-site, uncharged-tRNA in the P/E-site and Mbf1 bound adjacent to the mRNA entry channel on the 40S subunit. Collectively, our findings provide a structural basis for Rbg2/Gir2 repression of Gcn2, and also reveal that colliding disomes are the substrate for Gcn1 binding, which has important implications not only for Gcn2-activated stress responses, but also for general ribosome quality control (RQC) pathways.

Abstract Protein synthesis is a major energy-consuming process of the cell that requires the controlled production 1–3 and turnover 4,5 of ribosomes. Although the past few years have seen major advances in our understanding of ribosome biogenesis, structural insight into the degradation of ribosomes has been lacking. Here we present native structures of two distinct small ribosomal 30S subunit degradation intermediates associated with the 3′ to 5′ exonuclease ribonuclease R (RNase R). The structures reveal that RNase R binds at first to the 30S platform to facilitate the degradation of the functionally important anti-Shine–Dalgarno sequence and the decoding-site helix 44. RNase R then encounters a roadblock when it reaches the neck region of the 30S subunit, and this is overcome by a major structural rearrangement of the 30S head, involving the loss of ribosomal proteins. RNase R parallels this movement and relocates to the decoding site by using its N-terminal helix-turn-helix domain as an anchor. In vitro degradation assays suggest that head rearrangement poses a major kinetic barrier for RNase R, but also indicate that the enzyme alone is sufficient for complete degradation of 30S subunits. Collectively, our results provide a mechanistic basis for the degradation of 30S mediated by RNase R, and reveal that RNase R targets orphaned 30S subunits using a dynamic mechanism involving an anchored switching of binding sites.

Abstract Ribosomes trapped on mRNAs during protein synthesis need to be rescued for the cell to survive. The most ubiquitous bacterial ribosome rescue pathway is trans-translation mediated by tmRNA and SmpB. Genetic inactivation of trans-translation can be lethal, unless the ribosomes are rescued by ArfA or ArfB alternative rescue factors or the ribosome-associated quality control (RQC) system, which in B. subtilis involves MutS2, RqcH, RqcP and Pth. Using transposon sequencing in a trans-translation-incompetent B. subtilis strain we identify a poorly characterized S4-domain-containing protein YlmH as a novel potential RQC factor. Cryo-EM structures reveal that YlmH binds peptidyl-tRNA-50S complexes in an position analogous to that of S4-domain-containing RqcP, and that, similarly to RqcP, YlmH can co-habit with RqcH. Consistently, we show that YlmH can assume the role of RqcP in RQC in facilitating the addition of polyalanine tails to the truncated nascent polypeptides. While in B. subtilis the function of YlmH is redundant with RqcP, our taxonomic analysis reveals that in multiple bacterial phyla RqcP is absent, while YlmH and RqcH are present, suggesting that in these species the YlmH plays a central role in the RQC.

Rescue of the ribosomes from dead-end translation complexes, such as those on truncated (non-stop) mRNA, is essential for the cell. Whereas bacteria use trans-translation for ribosome rescue, some Gram-negative species possess alternative and release factor (RF)-dependent rescue factors, which enable an RF to catalyze stop codon-independent polypeptide release. We now discover that the Gram-positive Bacillus subtilis has an evolutionarily distinct ribosome rescue factor named ResQ. Genetic analysis shows that B. subtilis requires the function of either trans-translation or ResQ for growth, even in the absence of proteotoxic stresses. Biochemical and cryo-EM characterization demonstrates that ResQ binds to non-stop stalled ribosomes, recruits homologous RF2, but not RF1, and induces its transition into an open active conformation. Although ResQ is distinct from E. coli ArfA, they use convergent strategies in terms of mode of action and expression regulation, indicating that many bacteria may have evolved as yet unidentified ribosome rescue systems.

Here, B. subtilis was used as a model organism to investigate how cells respond and adapt to proteotoxic stress conditions. Our experiments suggested that the stringent response, caused by raised levels of the (p)ppGpp alarmone, plays a role during thermotolerance development and the heat shock response. Accordingly, our experiments revealed a rapid increase of cellular (p)ppGpp levels upon heat shock as well as salt- and oxidative stress. Strains lacking (p)ppGpp exhibited increased stress sensitivity, while raised (p)ppGpp levels conferred increased stress tolerance to heat- and oxidative stress. During thermotolerance development, stress response genes were highly up-regulated together with a concurrent transcriptional down-regulation of the rRNA, which was influenced by the second messenger (p)ppGpp and the transcription fac-tor Spx. Remarkably, we observed that (p)ppGpp appeared to control the cellular translational capacity and that during heat stress the raised cellular levels of the alarmone were able to curb the rate of protein synthesis. Furthermore, (p)ppGpp controls the heat-induced expression of Hpf and thus the formation of translationally inactive 100S disomes. These results indicate that B. subtilis cells respond to heat-mediated protein unfolding and aggregation, not only by raising the cellular repair capacity, but also by decreasing translation involving (p)ppGpp medi-ated stringent response to concurrently reduce the protein load for the cellular protein quality control system.

The paenilamicins are a group of hybrid non-ribosomal peptide-polyketide compounds produced by the honey bee pathogen

Summary In addition to the conserved translation elongation factors eEF1A and eEF2, fungi require a third essential elongation factor, eEF3. While eEF3 has been implicated in tRNA binding and release at the A and E sites, its exact mechanism of action is unclear. Here we show that eEF3 acts at the mRNA–tRNA translocation step by promoting the dissociation of the tRNA from the E site, but independent of aminoacyl-tRNA recruitment to the A site. Depletion of eEF3 in vivo leads to a general slow-down in translation elongation due to accumulation of ribosomes with an occupied A site. Cryo-EM analysis of ex vivo eEF3-ribosome complexes shows that eEF3 facilitates late steps of translocation by favoring non-rotated ribosomal states as well as by opening the L1 stalk to release the E-site tRNA. Additionally, our analysis provides structural insights into novel translation elongation states, enabling presentation of a revised yeast translation elongation cycle.

ABSTRACT Investigation of potential hosts of the severe acute respiratory syndrome coronavirus-2 (SARS-CoV-2) is crucial to understanding future risks of spillover and spillback. SARS-CoV-2 has been reported to be transmitted from humans to various animals after requiring relatively few mutations. 1 Mice are well adapted to human environments, frequently come in contact with humans, are used widely as infection models, and may act as reservoirs for SARS-CoV-2. 2 Structural and binding data of the mouse ACE2 receptor with the Spike protein of newly identified SARS-CoV-2 variants are needed to better understand the impact of variants of concern (VOC). Previous studies have developed mouse-adapted variants and have identified some determinants of binding. 3,4 Here we report the cryo-EM structures of mouse ACE2 bound to Spike ectodomains of four different VOC: Beta, Omicron BA.1, Omicron BA.2.12.1 and Omicron BA.4/5. These variants represent the oldest to the newest variants that are able to bind the mouse ACE2 receptor. Our high-resolution structural data complemented with bio-layer interferometry (BLI) binding assays reveal a requirement for a combination of mutations in the Spike protein to enable the binding to mouse ACE2.

Abstract The proline-rich antimicrobial peptide (PrAMP) drosocin is produced by Drosophila species to combat bacterial infection. Unlike many PrAMPs, drosocin is O-glycosylated at threonine 11, a post-translation modification that enhances its antimicrobial activity. Here we demonstrate that the O-glycosylation influences not only cellular uptake of the peptide, but also interacts with its intracellular target, the ribosome. Cryo-electron microscopy structures of glycosylated drosocin on the ribosome at 2.1-2.8 Å resolution reveal that the peptide interferes with translation termination by binding within the polypeptide exit tunnel and trapping RF1 on the ribosome, reminiscent of that reported for the PrAMP apidaecin. The glycosylation of drosocin enables multiple interactions with U2609 of the 23S rRNA, leading to conformational changes that break the canonical base-pair with A752. Collectively, our study provides novel molecular insights into the interaction of O-glycosylated drosocin with the ribosome, which provides a structural basis for future development of this class of antimicrobials.