ABSTRACT Current methods for single-molecule orientation localization microscopy (SMOLM) require optical setups and algorithms that can be prohibitively slow and complex, limiting the widespread adoption for biological applications. We present POLCAM, a simplified SMOLM method based on polarized detection using a polarization camera, that can be easily implemented on any wide-field fluorescence microscope. To make polarization cameras compatible with single-molecule detection, we developed theory to minimize field of view errors, used simulations to optimize experimental design, and developed a fast algorithm based on Stokes parameter estimation which can operate over 1000 fold faster than the state of the art, enabling near instant determination of molecular anisotropy. To aid in the adoption of POLCAM, we developed open-source image analysis software; a napari plugin for visualization of high-dimensional diffraction-limited polarization camera datasets, and a website detailing hardware installation and software use. To illustrate the potential of POLCAM in the life sciences, we applied our method to study both alpha-synuclein fibrils and the actin cytoskeleton of mammalian cells. To demonstrate that POLCAM also allows diffraction-limited imaging, we demonstrate POLCAM imaging actin in fibroblast-like cells and the plasma membrane of live human T cells.

Volumetric super-resolution microscopy typically encodes the 3D position of single-molecule fluorescence into a 2D image by changing the shape of the point spread function (PSF) as a function of depth. However, the resulting large and complex PSF spatial footprints reduce temporal resolution by requiring lower labelling densities to avoid overlapping fluorescent signals. We quantitatively compare the density dependence of single-molecule light field microscopy (SMLFM) to other 3D PSFs (astigmatism, double helix and tetrapod) showing that SMFLM enables an order-of-magnitude speed improvement compared to the double helix PSF by resolving overlapping emitters through parallax. We then experimentally demonstrate the high accuracy (>99.2 ± 0.1%, 0.1 locs μm −2 ) and sensitivity (>86.6 ± 0.9%, 0.1 locs μm −2 ) of SMLFM at point detection through whole-cell (scan-free) imaging and tracking of single membrane proteins in live primary B cells. We also exemplify high density volumetric imaging (0.15 locs μm −2 ) in dense cytosolic tubulin datasets.

We introduce vortex light field microscopy (VLFM), a novel method for snapshot 3D spectral single-molecule localization microscopy. Inspired by the azimuthal phase profile of optical vortices, we place an azimuthally oriented prism array immediately after the microlens array in a Fourier light field microscope (FLFM). This innovative arrangement causes the axial position and spectral peak for a point emitter to be encoded in the radial and azimuthal displacement of point-spread-function (PSF) respectively. This enables simultaneous detection of 3D position and emission peak of individual fluorophores with 25 nm spatial precision and 3 nm spectral precision over a 4 μ m depth of field (DOF). We illustrate the spectral scalability of our method by performing four-color 3D single particle tracking of freely diffusing fluorescent beads, and two-color 3D dSTORM imaging of microtubules and mitochondria in fixed COS-7 cells, without the need for spectrally distinct fluorophores.