Abstract HIV-1 replication commences inside the cone-shaped viral capsid, but timing, localization and mechanism of uncoating are under debate. We adapted a strategy to visualize individual reverse-transcribed HIV-1 cDNA molecules and their association with viral and cellular proteins using fluorescence and correlative-light-and-electron-microscopy (CLEM). We specifically detected HIV-1 cDNA inside nuclei, but not in the cytoplasm. Nuclear cDNA initially co-localized with a fluorescent integrase fusion (IN-FP) and the viral CA (capsid) protein, but cDNA-punctae separated from IN-FP/CA over time. This phenotype was conserved in primary HIV-1 target cells, with nuclear HIV-1 complexes exhibiting strong CA-signals in all cell types. CLEM revealed cone-shaped HIV-1 capsid-like structures and apparently broken capsid-remnants at the position of IN-FP signals and elongated chromatin-like structures in the position of viral cDNA punctae lacking IN-FP. Our data argue for nuclear uncoating by physical disruption rather than cooperative disassembly of the CA-lattice, followed by physical separation from the pre-integration complex.

Summary The nuclear envelope is a membrane separating nuclear from cytoplasmic processes. Existing models suggest that damaged DNA moves to the envelope at the edge of the nucleus for repair. Yet, most damaged human DNA does not reposition to the nuclear periphery during repair. Here we show that human cells relocate the nuclear envelope to non-peripheral damaged DNA, providing solid support promoting the reconnection of DNA break ends. Upon DNA double-strand break (DSB) induction, cytoplasmic microtubules poke the nuclear envelope inwards, inducing an extensive network of DSB-capturing nuclear envelope tubules (dsbNETs). The formation of dsbNETs, which encompass the nuclear lamina and the inner and outer nuclear membranes, depends on DNA damage response kinases, dynamic microtubules, the linker of the nucleoskeleton and cytoskeleton (LINC) proteins SUN1 and SUN2, nuclear pore protein NUP153, and kinesin KIF5B. Repressing dsbNETs compromises the reassociation of DSB ends. The timely reversal of dsbNETs by the kinesin KIFC3 also promotes repair. DSB ends reconnection is restored in dsbNETs-deficient cells by enlarging the 53BP1 DNA repair center. The lamina-binding domain of SUN1 mediates its entry into the tubules and DSB capture by the envelope. Fusing truncated SUN1 to the NHEJ repair protein KU70 fails to localize SUN1 to the tubules but rescues DSB targeting only to the boundary envelope. Although dsbNETs typically promote accurate DSB repair and cell survival, they are co-opted by the PARP inhibitor olaparib to induce aberrant chromosomes restraining BRCA1-deficient breast cancer cells. We uncover dsbNETs, which bring the nuclear envelope to DSBs for repair and potentiate the efficacy of anti-cancer agents. Our findings revise theories of the structure-function relationship of the nuclear envelope and identify dsbNETs as a critical factor in DNA repair and nuclear organization, with implications for health and disease.

Metabolic alterations, such as oxidative stress, are hallmarks of HIV-1 infection. However, their influence on the development of viral latency, and thus on HIV-1 persistence during antiretroviral therapy (ART), have just begun to be explored. We analyzed omics profiles of in-vitro and in-vivo models of infection by HIV-1 and its simian homolog SIVmac. We found that cells survive retroviral replication by upregulating antioxidant pathways and intertwined iron import pathways. These changes are associated with remodeling of the redox sensitive promyelocytic leukemia protein nuclear bodies (PML NBs), an important constituent of nuclear architecture and a marker of HIV-1 latency. We found that PML is depleted in productively infected cells and restored by ART. Moreover, we identified intracellular iron as a key link between oxidative stress and PML depletion, thus supporting iron metabolism modulators as pharmacological tools to impair latency establishment.

The nuclear envelope can form complex structures in physiological and pathological contexts. Current approaches to quantify nuclear envelope structures can be time-consuming or inaccurate. Here, we present a protocol to measure nuclear envelope tubules induced by DNA double-strand breaks using a mid-throughput approach. We describe steps for the induction of these nuclear envelope structures and 3D image analysis using machine-learning-based image segmentation. This protocol can be applied to analyze various nuclear envelope structures in contexts beyond DNA repair. For complete details on the use and execution of this protocol, please refer to Shokrollahi et al.