Abstract CRISPR knockout screens have accelerated the discovery of important cancer genetic dependencies. However, traditional CRISPR-Cas9 screens are limited in their ability to assay the function of redundant or duplicated genes. Paralogs in multi-gene families constitute two-thirds of the protein-coding genome, so this blind spot is the rule, not the exception. To overcome the limitations of single gene CRISPR knockout screens, we developed p aired g uide RNAs for P aralog g EN etic interaction mapping (pgPEN), a pooled CRISPR/Cas9 approach which targets over a thousand duplicated human paralogs in single knockout and double knockout configurations. We applied pgPEN to two cell lineages and discovered that over 10% of human paralogs exhibit synthetic lethality in at least one cellular context. We recovered known synthetic lethal paralogs such as MAP2K1/MAP2K2 , important drug targets such as CDK4/CDK6 , and numerous other synthetic lethal pairs such as CCNL1/CCNL2. In addition, we identified ten tumor suppressive paralog pairs whose compound loss promotes cell growth. These findings identify a large number of previously unidentified essential gene families and nominate new druggable targets for oncology drug discovery. Highlights Comprehensive genetic interaction mapping of 1,030 human duplicated paralogs using a dual targeting CRISPR/Cas9 approach Duplicated paralogs are highly enriched for genetic interactions Synthetic lethal paralogs include CCNL1/CCNL2, CDK4/CDK6 , and GSK3A/GSK3B Tumor suppressor paralog pairs include CDKN2A/CDKN2B and FBXO25/FBXO32

ABSTRACT Advances in precision oncology have transformed cancer therapy from broadly-applied cytotoxic therapy to personalized treatments based on each tumor’s unique molecular alterations. Here we investigate the oncogene-specific dependencies conferred by lung cancer driver variants of KRAS, EGFR , and RIT1 . Integrative analysis of genome-wide CRISPR screens in isogenic cell lines identified shared and unique vulnerabilities of each oncogene. The non-identical landscape of dependencies underscores the importance of genotype-guided therapies to maximize tumor responses. Combining genetic screening data with small molecule sensitivity profiling, we identify a unique vulnerability of RIT1 -mutant cells to loss of spindle assembly checkpoint regulators. This sensitivity may be related to a novel role of RIT1 in mitosis; we find that oncogenic RIT1 M90I alters mitotic timing via weakening of the spindle assembly checkpoint. In addition, we uncovered a specific cooperation of mutant RIT1 with loss of Hippo pathway genes. In human lung cancer, RIT1 mutations and amplifications frequently co-occur with loss of Hippo pathway gene expression. These results provide the first genome-wide atlas of oncogenic RIT1 -cooperating factors and genetic dependencies and identify components of the RAS pathway, spindle assembly checkpoint, and Hippo/YAP1 network as candidate therapeutic targets in RIT1 -mutant lung cancer.

Abstract CRISPR-based genome editing has revolutionized functional genomics, enabling screens in which thousands of perturbations of either gene expression or primary genome sequence can be competitively assayed in single experiments. However, for libraries of specific mutations, a challenge of CRISPR-based screening methods such as saturation genome editing is that only one region ( e.g. one exon) can be studied per experiment. Here we describe prime-SGE (“prime saturation genome editing”), a new framework based on prime editing, in which libraries of specific mutations can be installed into genes throughout the genome and functionally assessed in a single, multiplex experiment. Prime-SGE is based on quantifying the abundance of prime editing guide RNAs (pegRNAs) in the context of a functional selection, rather than quantifying the mutations themselves. We apply prime-SGE to assay thousands of single nucleotide changes in eight oncogenes for their ability to confer drug resistance to three EGFR tyrosine kinase inhibitors. Although currently restricted to positive selection screens by the limited efficiency of prime editing, our strategy opens the door to the possibility of functionally assaying vast numbers of precise mutations at locations throughout the genome.