Abstract Single-molecule localization microscopy (SMLM) techniques, such as single-molecule tracking (SMT), enable in situ measurements in cells from which data-rich metrics can be extracted. SMT has been successfully applied to a variety of biological questions and model systems, aiming to unravel the spatiotemporal regulation of molecular mechanisms that govern protein function, downstream pathway effects, and cellular function. While powerful, SMLM often suffers from low throughput and illumination inhomogeneity, along with microscope and user-induced technical biases. Due to technical limitations in scaling SMLM techniques, a tradeoff between spatiotemporal resolution and throughput has been made historically, restricting broad application of these technologies. Here we address these limitations using Oblique Line Scan (OLS), a robust single-objective light-sheet based illumination and detection modality that achieves nanoscale spatial resolution and sub-millisecond temporal resolution across a 250 × 190 μm field of view. We demonstrate OLS-enabled SMT on Halo-Tagged proteins in living cells capturing protein motion up to 14 μm 2 /s. By exploiting the adaptability of the acquisition frame rate and the improved rejection of out of focus light, we extend the utility of OLS beyond cellular compartments with in-solution SMT (isSMT) for single-molecule measurement of ligand-protein interactions and disruption of protein-protein interactions (PPI). We illustrate the versatility of OLS by showcasing two-color SMT, STORM, and single molecule fluorescence recovery after photobleaching (FRAP). OLS expands the range of SMLM applications and paves the way for robust, high-throughput single-molecule investigations of protein dynamics required for drug screening and systems biology studies, both in cells and in solution.

Abstract Synthetic lethality provides an attractive strategy for developing targeted cancer therapies. For example, cancer cells with high levels of microsatellite instability (MSI-H) are dependent on the Werner (WRN) helicase for survival. However, the mechanisms that regulate WRN spatiotemporal dynamics remain poorly understood. Here, we used single-molecule tracking (SMT) in combination with a WRN inhibitor to examine WRN dynamics within the nuclei of living cancer cells. WRN inhibition traps the helicase on chromatin, requiring p97/VCP for extraction and proteasomal degradation in a MSI-H dependent manner. Using a phenotypic screen, we identify the PIAS4-RNF4 axis as the pathway responsible for WRN degradation. Finally, we show that co-inhibition of WRN and SUMOylation has an additive toxic effect in MSI-H cells and confirm the in vivo activity of WRN inhibition using an MSI-H mouse xenograft model. This work elucidates a regulatory mechanism for WRN that may facilitate identification of new therapeutic modalities, and highlights the use of SMT as a tool for drug discovery and mechanism-of-action studies.

Abstract The regulation of cell physiology largely depends upon intracellular interactions of functionally distinct proteins that act in combination. These interactions, which are often transient in nature, help to define the motion profiles of proteins. Measurement of protein motion within a living cellular environment will enable dissection of key interactions among proteins, however, attempts to measure protein motion are typically limited by the low spatial and temporal resolution of existing experimental platforms. Here, we describe a high-throughput single-molecule imaging platform that measures protein motion in living cells. We demonstrate the application of this platform by studying the dynamics of steroid hormone receptors and explore the pharmacology of compounds that affect estrogen receptor (ER) activity. Using our high-throughput single-molecule tracking (htSMT) platform, we screened 5,067 bioactive molecules, identifying multiple proteins and signaling pathways which perturb ER dynamics. We further deployed htSMT to characterize the impact of known ER modulators on ER protein dynamics, uncovering a correlation between ER dynamics and the ability of ER antagonists to suppress cancer cell growth. SMT provides a novel platform capable of measuring real-time target engagement within the living cellular environment. Our results support the view that this tool will prove uniquely valuable in measuring the dynamic interactions among proteins and will prove powerful for the identification of novel therapeutics.

Synthetic lethality, the concept in which the co-occurrence of two genetic events leads to cell death while either single event alone does not, is an attractive strategy for targeted cancer therapies. A recent example of synthetic lethality as a therapeutic paradigm is the observation that cancer cells with high levels of microsatellite instability (MSI-H) are dependent on the Werner (WRN) RecQ helicase for survival. However, the mechanisms that regulate WRN spatiotemporal dynamics are not fully understood. In this study, we used our single molecule tracking (SMT) platform in combination with a recently disclosed WRN inhibitor to gain insights into WRN9s dynamic localization within the nuclei of live cancer cells. We observe that WRN inhibition results in the helicase becoming trapped on chromatin, requiring p97/VCP for extraction and shuttling to the proteasome for degradation. Interestingly, this sequence of events resulting in WRN degradation appears to be MSI-H dependent. Using a phenotypic screen, we identify the PIAS4-RNF4 axis as the pathway responsible for WRN degradation and show that co-inhibition of WRN and SUMOylation has an additive toxic effect in MSI-H cells. Taken together, our work elucidates a novel regulatory mechanism for WRN. Gaining a deeper understanding into this regulatory pathway for WRN can aid in the identification of new high value targets for targeted cancer therapies.

Photoactivatable (PA) rhodamine dyes are widely used in single-molecule tracking (SMT) and a variety of other fluorescence-based imaging modalities. One of the most commonly employed scaffolds uses a diazoketone to lock the rhodamine in the nonfluorescent closed form, which can be activated with 405 nm light. However, poor properties of previously reported dyes require significant washing, which can be resource- and cost-intensive, especially when performing microscopy in a large scale and high-throughput fashion. Here, we report improved diazoketorhodamines that perform exceptionally well in single-molecule tracking microscopy. We also report on the optimization of an improved synthetic method for further iteration and tailoring of diazoketorhodamines to the requirements of a specific user.

The regulation of cell physiology depends largely upon interactions of functionally distinct proteins and cellular components. These interactions may be transient or long-lived, but often affect protein motion. Measurement of protein dynamics within a cellular environment, particularly while perturbing protein function with small molecules, may enable dissection of key interactions and facilitate drug discovery; however, current approaches are limited by throughput with respect to data acquisition and analysis. As a result, studies using super-resolution imaging are typically drawing conclusions from tens of cells and a few experimental conditions tested. We addressed these limitations by developing a high-throughput single-molecule tracking (htSMT) platform for pharmacologic dissection of protein dynamics in living cells at an unprecedented scale (capable of imaging >10 6 cells/day and screening >10 4 compounds). We applied htSMT to measure the cellular dynamics of fluorescently tagged estrogen receptor (ER) and screened a diverse library to identify small molecules that perturbed ER function in real time. With this one experimental modality, we determined the potency, pathway selectivity, target engagement, and mechanism of action for identified hits. Kinetic htSMT experiments were capable of distinguishing between on-target and on-pathway modulators of ER signaling. Integrated pathway analysis recapitulated the network of known ER interaction partners and suggested potentially novel, kinase-mediated regulatory mechanisms. The sensitivity of htSMT revealed a new correlation between ER dynamics and the ability of ER antagonists to suppress cancer cell growth. Therefore, measuring protein motion at scale is a powerful method to investigate dynamic interactions among proteins and may facilitate the identification and characterization of novel therapeutics.