Abstract Intestinal organoids derived from single cells undergo complex crypt-villus patterning and morphogenesis. However, the nature and coordination of the underlying forces remains poorly characterized. Through light-sheet microscopy and mechanical perturbations, we demonstrate that organoid crypt formation coincides with stark lumen volume reduction, which works synergistically with actomyosin-generated crypt apical and villus basal tension to drive morphogenesis. We analyse these mechanical features in a quantitative 3D biophysical model and detect a critical point in actomyosin tensions, above which crypt becomes robust to volume changes. Finally, via single-cell RNA sequencing and pharmacological perturbations, we show that enterocyte-specific expressed sodium/glucose cotransporter modulates lumen volume reduction via promoting cell swelling. Altogether, our study reveals how cell fate-specific changes in osmotic and actomyosin forces coordinate robust organoid morphogenesis. One Sentence Summary Emergence of region-specific cell fates drive actomyosin patterns and luminal osmotic changes in organoid development

Brillouin microscopy (BM) can be used to assess the mechanical properties of biological samples in a 3D, all-optical, and hence non-contact fashion, but its weak signals require long imaging times and illumination dosages harmful to living organisms. Here, we present a line-scanning Brillouin microscope optimized for fast and high-resolution live-imaging of dynamic biological processes with low photo-toxicity. In combination with fluorescence light-sheet imaging, we demonstrate the capabilities of our microscope to visualize the mechanical properties of cells and tissues over space and time in living model organisms such as fruit flies, ascidians, and mouse embryos.

Abstract In early mammalian development, the maturation of follicles containing the immature oocytes is an important biological process as the functional oocytes provide the bulk genetic and cytoplasmic materials for successful reproduction. Despite recent work demonstrating the regulatory role of mechanical stress in oocyte growth, quantitative studies of ovarian mechanical properties remain lacking both in vivo and ex vivo . In this work, we quantify the material properties of ooplasm, follicles and connective tissues in intact mouse ovaries at distinct stages of follicle development using Brillouin microscopy, a non-invasive tool to probe mechanics in three-dimensional (3D) tissues. We find that the ovarian cortex and its interior stroma have distinct material properties associated with extracellular matrix deposition, and that intra-follicular mechanical compartments emerge during follicle maturation. Our work provides a novel approach to study the role of mechanics in follicle morphogenesis and pave the way for future understanding of mechanotransduction in reproductive biology, with potential implications for infertility diagnosis and treatment.

Summary The maturation of functional eggs within the ovaries is essential for successful reproduction and organismal functions in mammals. Yet, despite its biological and clinical importance, the underlying mechanisms regulating folliculogenesis remain enigmatic. Here, we report a novel role of the surface-anchoring theca cells (TCs) in regulating follicle growth through mechanical signalling. Direct mechanical measurements reveal that these TCs are highly contractile and exert compressive stress to the follicular interior, potentially through active assembly of fibronectin scaffold around the follicles. Abolishing TC contractility disrupts fibronectin assembly, increases follicle size, and decreases intrafollicular pressure and viscosity. We further reveal that the granulosa cells (GCs) within the follicles exhibit spatial patterns of YAP signalling and proliferation, which appear to be decoupled. Transient manipulation of tissue pressure through bulk follicle compression, laser ablation or pharmacological perturbation of TC contractility leads to changes in GC YAP signalling, proliferation, and oocyte-GC communications, while long term abrogation of TC contractility leads to impaired follicle growth. Altogether, our study unveils the unique role of TC-mediated tissue pressure in ensuring robust mammalian ovarian folliculogenesis.

Size control is fundamental in tissue development and homeostasis. While the role of cell proliferation in this process has been widely studied, the mechanisms of organ size control and how it impacts cell fates remain elusive. Here, we use mouse blastocyst development as a model to unravel a key role of fluid-filled lumen in embryonic size control and cell fate specification. We find that during blastocyst expansion, there is a two-fold increase in the pressure of the lumen that translates into a concomitant increase in the cortical tension of trophectoderm (TE) cells lining the lumen. Increased cortical tension leads to vinculin mechanosensing and maturation of the functional tight junctions, thereby establishing a positive feedback loop to accommodate lumenal growth. However, when the cortical tension reaches a critical threshold, cell-cell adhesion cannot be sustained, and mitotic entry leads to a rupture of TE epithelium, fluid leakage and collapse of the blastocyst cavity. A simple theory of hydraulically-gated oscillations that integrates these feedback interactions recapitulates the evolution of cavity size and predicts the scaling of embryonic size with the tissue volume. Our theory further predicts that reduced cortical tension or disrupted tight junctions, and increased tissue stiffness lead to smaller embryonic size. These predictions are verified experimentally by embryological, pharmacological and genetic manipulations of the embryos. Remarkably, these changes to lumenal size, without a change in the tissue volume, lead to alteration of tissue architecture and cell fate. Overall, our study reveals how lumenal pressure and tissue mechanics control embryonic size at the tissue scale, that in turn couples to cell position and fate at the cellular scale.

Mouse blastocyst formation involves lumen formation and cell fate specification. While many studies have investigated how the blastocyst cell lineages are specified through genetics and signaling, studies into the potential role of the fluid lumen have yet to be conducted. We discover that blastocyst fluid emerges by secretion of cytoplasmic vesicles to intercellular space in addition to trans-epithelial flow. We observe that the beginning of epiblast and primitive endoderm spatial segregation directly follows lumen coalescence. Notably, we show that perturbing lumen expansion by pharmacological and biophysical means impair the specification and spatial segregation of primitive endoderm cells within the blastocyst. Combined, our results suggest that blastocyst lumen expansion plays a critical role in guiding cell fate specification and positioning. As epithelial tissues typically form lumina, lumen expansion may provide a general mechanism of cell fate control in many tissues.

Animal cell shape changes are controlled by the actomyosin cortex, a peripheral actin network tethered to the plasma membrane by membrane-to-cortex attachment (MCA) proteins. Previous studies have focused on how myosin motors or actin turnover can generate the local deformations required for morphogenesis. However, how the cell controls local actin nucleation remains poorly understood. By combining molecular engineering with biophysical approaches and in situ characterization of cortical actin network architecture, we show that membrane-to-cortex tethering determines the distance between the plasma membrane and the actomyosin cortex at the nanoscale of single actin nucleators. In turn, the size of this gap dictates actin filament production and the mechanical properties of the cell surface. Specifically, it tunes formin activity, controlling actin bundling and cortical tension. Our study defines the membrane-to-cortex distance as a nanogate that cells can open or close by MCA proteins to control the activity of key molecules at the cell surface.