The foundational adenine base editors (for example, ABE7.10) enable programmable A•T to G•C point mutations but editing efficiencies can be low at challenging loci in primary human cells. Here we further evolve ABE7.10 using a library of adenosine deaminase variants to create ABE8s. At NGG protospacer adjacent motif (PAM) sites, ABE8s result in ~1.5× higher editing at protospacer positions A5–A7 and ~3.2× higher editing at positions A3–A4 and A8–A10 compared with ABE7.10. Non-NGG PAM variants have a ~4.2-fold overall higher on-target editing efficiency than ABE7.10. In human CD34+ cells, ABE8 can recreate a natural allele at the promoter of the γ-globin genes HBG1 and HBG2 with up to 60% efficiency, causing persistence of fetal hemoglobin. In primary human T cells, ABE8s achieve 98–99% target modification, which is maintained when multiplexed across three loci. Delivered as messenger RNA, ABE8s induce no significant levels of single guide RNA (sgRNA)-independent off-target adenine deamination in genomic DNA and very low levels of adenine deamination in cellular mRNA. Adenine base editors are evolved to be more efficient and more compatible with Cas9 variants.

The Universal PBM Resource for Oligonucleotide Binding Evaluation (UniPROBE) serves as a convenient source of information on published data generated using universal protein-binding microarray (PBM) technology, which provides in vitro data about the relative DNA-binding preferences of transcription factors for all possible sequence variants of a length k (‘k-mers’). The database displays important information about the proteins and displays their DNA-binding specificity data in terms of k-mers, position weight matrices and graphical sequence logos. This update to the database documents the growth of UniPROBE since the last update 4 years ago, and introduces a variety of new features and tools, including a new streamlined pipeline that facilitates data deposition by universal PBM data generators in the research community, a tool that generates putative nonbinding (i.e. negative control) DNA sequences for one or more proteins and novel motifs obtained by analyzing the PBM data using the BEEML-PBM algorithm for motif inference. The UniPROBE database is available at http://uniprobe.org.

The recent correspondence to the Editor of Nature Methods by Schaefer et. al. has garnered significant attention since its publication as a result of its strong conclusions contradicting numerous publications in the field using similar analytical approaches and methods. The authors suggest that the CRISPR-Cas9 system is highly mutagenic in genomic regions not expected to be targeted by the gRNA. Based on experimental design and a re-analysis of the primary data, we believe that the conclusions drawn from this study are unsubstantiated by the disclosed experiments as they were designed and carried out. Further, it is impossible to ascribe the observed differences in the subject mice to the effects of CRISPR per se. The genetic differences seen in this comparative analysis were likely present prior to editing with CRISPR.

Stargardt disease is a currently untreatable, inherited neurodegenerative disease that leads to macular degeneration and blindness due to loss-of-function mutations in the ABCA4 gene. We have designed a dual adeno-associated viral vector split-intein adenine base-editing strategy to correct the most common mutation in ABCA4 (c.5882G>A, p.G1961E). We optimized ABCA4 base editing in human models, including retinal organoids, iPSC-derived retinal pigment epithelial cells (RPE), as well as adult human retinal- and RPE/choroid explants in vitro. The resulting gene therapy vectors achieved high levels of gene correction in mutation-carrying mice and in non-human primates, with an average editing of 37% of photoreceptors and 73% of RPE cells in vivo. The high editing rates in primates make way for precise and efficient gene editing in other neurodegenerative ocular diseases.

We report a high-throughput screening approach to measure Staphylococcus aureus Cas9 (SaCas9) genome editing variation in human cells across a large repertoire of 88,692 single guide RNAs (sgRNAs) paired with matched or mismatched target sites in a synthetic cassette. We incorporated randomized barcodes that enable whitelisting of correctly synthesized molecules for further downstream analysis, in order to circumvent the limitation of oligonucleotide synthesis errors. We find SaCas9 sgRNAs with a 21-nucleotide spacer are most active against off-targets with single and double mismatches, compared to shorter or longer sgRNAs. Using this dataset, we developed an SaCas9 specificity model that performs well in ranking off-target sites. The barcoded pairwise library screen enabled high-fidelity recovery of guide-target relationships, providing a scalable framework for the investigation of CRISPR enzyme properties and general nucleic acid interactions.

Cytosine base editors (CBEs) are molecular machines which enable efficient and programmable reversion of T.A to C.G point mutations in the human genome without induction of DNA double strand breaks. Recently, the foundational cytosine base editor (CBE) "BE3", containing rAPOBEC1, was reported to induce unguided, genomic DNA and cellular RNA5 cytosine deamination when expressed in living cells. To mitigate spurious off-target events, we developed a sensitive, high-throughput cellular assay to select next-generation CBEs that display reduced spurious deamination profiles relative to rAPOBEC1-based CBEs, whilst maintaining equivalent or superior on-target editing frequencies. We screened 153 CBEs containing cytidine deaminase enzymes with diverse sequences and identified four novel CBEs with the most promising on/off target ratios. These spurious-deamination-minimized CBEs (BE4 with either RrA3F, AmAPOBEC1, SsAPOBEC3B, or PpAPOBEC1) were further optimized for superior on- and off- target DNA editing profiles through structure-guided mutagenesis of the deaminase domain. These next-generation CBEs display comparable overall DNA on-target editing frequencies, whilst eliciting a 10- to 49-fold reduction in C-to-U edits in the transcriptome of treated cells, and up to a 33-fold overall reduction in unguided off-target DNA deamination relative to BE4 containing rAPOBEC1. Taken together, these next-generation CBEs represent a new collection of base editing tools for applications in which minimization of spurious deamination is desirable and high on-target activity is required.

Abstract Glycogen storage disease type-Ia patients, deficient in the G6PC1 gene encoding glucose-6-phosphatase-α, lack blood glucose control, resulting in life-threatening hypoglycemia. Here we show our humanized mouse model, huR83C, carrying the pathogenic G6PC1 -R83C variant displays the phenotype of glycogen storage disease type-Ia and dies prematurely. We evaluate the efficacy of BEAM-301, a formulation of lipid nanoparticles containing a newly-engineered adenine base editor, to correct the G6PC1 -R83C variant in huR83C mice and monitor phenotypic correction through one year. BEAM-301 can correct up to ~60% of the G6PC1 -R83C variant in liver cells, restores blood glucose control, improves metabolic abnormalities of the disease, and confers long-term survival to the mice. Interestingly, just ~10% base correction is therapeutic. The durable pharmacological efficacy of base editing in huR83C mice supports the development of BEAM-301 as a potential therapeutic for homozygous and compound heterozygous glycogen storage disease type-Ia patients carrying the G6PC1 -R83C variant.

The foundational adenine base editors (e.g. ABE7.10) enable programmable C:G to T:A point mutations but editing efficiencies can be low at challenging loci in primary human cells. Here we further evolve ABE7.10 using a library of adenosine deaminase variants to create ABE8s. At NGG PAM sites, ABE8s result in ~1.5x higher editing at protospacer positions A5-A7 and ~3.2x higher editing at positions A3-A4 and A8-A10 compared with ABE7.10. Non-NGG PAM variants have a ~4.2-fold overall higher on-target editing efficiency than ABE7.10. In human CD34+ cells, ABE8 can recreate a natural allele at the promoter of the gamma-globin genes HBG1 and HBG2, with up to 60% efficiency, causing persistence of fetal hemoglobin. In primary human T cells, ABE8s achieve 98-99% target modification which is maintained when multiplexed across three loci. Delivered as mRNA, ABE8s induce no significant levels of sgRNA-independent off-target adenine deamination in genomic DNA and very low levels of adenine deamination in cellular mRNA.