Advanced MaterialsVolume 12, Issue 14 p. 1067-1070 Research News Microcontact Printing of Proteins A. Bernard, A. Bernard IBM Research, Zurich Research Laboratory, Säumerstr. 4, CH-8803 Rüschlikon (Switzerland)Search for more papers by this authorJ. P. Renault, J. P. Renault Dept. of Biochemistry, University of Zurich, Winterthurerstr. 190, CH-8057 Zurich (Switzerland)Search for more papers by this authorB. Michel, B. Michel IBM Research, Zurich Research Laboratory, Säumerstr. 4, CH-8803 Rüschlikon (Switzerland)Search for more papers by this authorH. R. Bosshard, H. R. Bosshard Dept. of Biochemistry, University of Zurich, Winterthurerstr. 190, CH-8057 Zurich (Switzerland)Search for more papers by this authorE. Delamarche, E. Delamarche IBM Research, Zurich Research Laboratory, Säumerstr. 4, CH-8803 Rüschlikon (Switzerland)Search for more papers by this author A. Bernard, A. Bernard IBM Research, Zurich Research Laboratory, Säumerstr. 4, CH-8803 Rüschlikon (Switzerland)Search for more papers by this authorJ. P. Renault, J. P. Renault Dept. of Biochemistry, University of Zurich, Winterthurerstr. 190, CH-8057 Zurich (Switzerland)Search for more papers by this authorB. Michel, B. Michel IBM Research, Zurich Research Laboratory, Säumerstr. 4, CH-8803 Rüschlikon (Switzerland)Search for more papers by this authorH. R. Bosshard, H. R. Bosshard Dept. of Biochemistry, University of Zurich, Winterthurerstr. 190, CH-8057 Zurich (Switzerland)Search for more papers by this authorE. Delamarche, E. Delamarche IBM Research, Zurich Research Laboratory, Säumerstr. 4, CH-8803 Rüschlikon (Switzerland)Search for more papers by this author First published: 13 July 2000 https://doi.org/10.1002/1521-4095(200007)12:14<1067::AID-ADMA1067>3.0.CO;2-MCitations: 467AboutPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Abstract The direct patterning of biomolecules on a solid substrate can be achieved using microcontact printing, a method that has been very successfully adopted for the precise and gentle transfer of proteins and lipid bilayers from stamp to substrate in 1 s, without loss of biological activity. The image shown was produced by patterning 16 different proteins onto the polystyrene surface of a cell culture dish using a stamp inked by means of a microfluidic network. Citing Literature Volume12, Issue14July, 2000Pages 1067-1070 RelatedInformation

We are developing a high-resolution printing technique based on transferring a pattern from an elastomeric stamp to a solid substrate by conformal contact. This is an attempt to enhance the accuracy of classical printing to a precision comparable with optical lithography, creating a low-cost, large-area, high-resolution patterning process. First, we introduce the components of this technique, called soft lithography, and review its evolution. Topics described in detail are the stamp material, stamp architecture, pattern design rules, and printing tools. The accuracy of the prints made by thin patterned elastomeric layers supported on a stiff and flexible backplane is then assessed, and defects are characterized using a new electrical metrology approach. This is followed by a discussion of various printing processes used in our laboratory: 1) thiol printing for high-resolution patterns of noble metals that may also be used as sacrificial masks; 2) confined contact processing with liquids in cavities or cha nnels to chemically convert a substrate or deposit layers of materials or biomolecules; 3) printing of catalysts to mediate patterned deposition of metals; and 4) structured, light-guiding stamps for transferring high-resolution patterns into photoresists. Finally, we compare classical and high-resolution printing approaches, and describe their potential for emerging micro- and nano-scale patterning technologies.

The transport of minute amounts of liquids using microfluidic systems has opened avenues for higher throughput and parallelization of miniaturized bio/chemical processes combined with a great economy of reagents. In this report, we present a microfluidic capillary system (CS) that autonomously transports aliquots of different liquids in sequence: liquids pipetted into the service port of the CS flow unidirectionally through the various sections of the CS, which comprises a 15-pL reaction chamber, into the capillary pump. A CS can thus be operated by simply delivering the different samples to its service port. The liquid transport concept presented here is advantageous because the pumping and valving functions are integrated into the device by means of capillary phenomena, and it therefore does not require any external power supply or control device. Thus, arrays of CSs can easily be formed by cloning a functional CS. Alternatively, the flow of liquids in CSs can also be interactively tuned if desired by (i) forcing the evaporating of liquid out of the capillary pumps and (ii) by contacting a secondary, removable capillary pump to the embedded ones. We illustrate the possibilities of CSs by conducting a surface immunoassay for a cardiac marker, within 25 min, on an area of 100 x 100 microm2, using 16 sequential filling steps.

Abstract Polydimethylsiloxane (PDMS), commonly used in organ-on-a-chip (OoC) systems, faces limitations in replicating complex geometries, hindering its effectiveness in creating 3D OoC models. In contrast, poly(ethylene glycol)diacrylate (PEGDA-250), favored for its fabrication ease and resistance to small molecule absorption, is increasingly used for 3D printing microfluidic devices. However, its application in cell culture has been limited due to poor cell adhesion. Here, we introduce a nanoporous PEGDA ink (P-PEGDA) designed to enhance cell adhesion. P-PEGDA is formulated with a porogen, photopolymerized, followed by the removal of the porogen. Utilizing P-PEGDA, complex microstructures and membranes as thin as 27 µm were 3D-printed. Porogen concentrations from 10% to 30% were tested yielding constructs with increasing porosity, and without compromising printing resolution. Our tests across four cell lines showed over 80% cell viability, with a notable 52-fold increase in MDA-MB-231 cell coverage compared to non-porous PEGDA. Finally, we introduce an OoC model comprising a gyroid scaffold with a central opening filled with a cancer spheroid. This setup, after a 14-day co-culture, demonstrated significant endothelial sprouting and integration within the spheroid. The P-PEGDA is suitable for high-resolution 3D printing of constructs for 3D cell culture and OoC owing to its printability, biocompatibility, and cell adhesion.

Circulating tumor cells (CTCs) are rare (few cells per milliliter of blood) and mostly isolated as single cell CTCs (scCTCs). CTC clusters (cCTCs), even rarer, are of growing interest, notably because of their higher metastatic potential, but very difficult to isolate. Here, we introduce gravity-based microfiltration (GμF) for facile isolation of cCTCs. We identify cluster break-up as a confounding cause, and achieve ~85% capture efficiency. GμF from orthotopic ovarian cancer mouse models and from 10 epithelial ovarian cancer (EOC) patients uncovered cCTCs in every case, with between 2-100+ cells. cCTCs represented between 5-30% of all CTC events, and 10-80% of captured CTCs were clustered; remarkably, in two patients, more CTCs were circulating as cCTCs than scCTCs. GμF uncovered the unexpected prevalence, frequency and sometimes large size of cCTCs in EOC patients with either metastatic and localized disease, and motivates additional studies to uncover their properties and role in disease progression.

Abstract The fabrication of microfluidic devices has progressed from cleanroom manufacturing to replica molding in polymers, and more recently to direct manufacturing by subtractive (e.g., laser machining) and additive (e.g., 3D printing) techniques, notably digital light processing (DLP) photopolymerization. However, many methods require technical expertise and while DLP 3D printers remain expensive at a cost ∼15-30K USD with ∼8M pixels that are 25-40 µm in size. Here, we introduce (i) the use of low-cost (∼150-600 USD) liquid crystal display (LCD) photopolymerization 3D printing with ∼8M-58M pixels that are 18-35 µm in size for direct microfluidic device fabrication and (ii) a poly(ethylene glycol) diacrylate-based ink developed for LCD 3D printing (PLInk). We optimized PLInk for high resolution, fast 3D printing and biocompatibility while considering the illumination inhomogeneity and low power density of LCD 3D printers. We made lateral features as small as 75 µm, 22-µm-thick embedded membranes, and circular channels with a 110 µm radius. We 3D printed microfluidic devices previously manufactured by other methods, including an embedded 3D micromixer, a membrane microvalve, and an autonomous capillaric circuit (CC) deployed for interferon-γ detection with excellent performance (limit of detection: 12 pg mL -1 , CV: 6.8%), and we demonstrated compatibility with cell culture. Finally, large area manufacturing was illustrated by printing 42 CCs with embedded microchannels in <45 min. LCD 3D printing together with tailored inks pave the way for democratizing access to high-resolution manufacturing of ready-to-use microfluidic devices by anyone, anywhere.

Abstract Sandwich immunoassays such as the enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) have been miniaturized and performed in a lab-on-a-chip format, but the execution of the multiple assay steps typically requires a computer or complex peripherals. Recently, an ELISA for detecting antibodies was encoded structurally in a chip thanks to the microfluidic chain reaction but the need for precise pipetting and intolerance to commonly used surfactant concentrations limited the potential for broader adoption. Here, we introduce the ELISA-on-a-chip with aliquoting functionality that obviates the need for precise pipetting, accommodates higher surfactant concentrations, includes barrier channels that delay the contact between solutions and prevent undesired mixing, and that executed a quantitative, high sensitivity assay for the SARS-CoV-2 nucleocapsid protein in 4×-diluted saliva. Upon loading the chip using disposable pipettes, capillary flow draws each reagent and the sample into a separate volumetric measuring reservoir for detection antibody (70 µL), enzyme conjugate (50 µL), substrate (80 µL), and sample (210 µL), and splits washing buffer into 4 different reservoirs of 40, 40, 60, and 20 µL. The excess volume is autonomously drained via a structurally encoded capillaric aliquoting circuit, creating aliquots with an accuracy of >93%. Next, the user click-connects the assay module, comprising a nitrocellulose membrane with immobilized capture antibodies and a capillary pump, to the chip which triggers the step-by-step, timed flow of all aliquoted solutions. A colored precipitate forming a line on a nitrocellulose strip serves as an assay readout, and upon digitization, yielded a binding curve with a limit of detection of 54 and 91 pg/mL for buffer and diluted saliva respectively, vastly outperforming rapid tests. The ELISA chip is 3D-printed, modular, adaptable to other targets and assays, and could be used to automate ELISA in the lab; or as a diagnostic test at the point of care with the convenience and form factor of rapid tests while preserving the protocol and performance of central laboratory ELISA.

Abstract Digital manufacturing (DM) strives for the seamless manufacture of a functional device from a digital file. DM holds great potential for microfluidics, but requirements for embedded conduits and high resolution beyond the capability of common manufacturing equipment, and microfluidic systems’ dependence on peripherals (e.g. connections, power supply, computer), have limited its adoption. Microfluidic capillaric circuits (CCs) are structurally-encoded, self-contained microfluidic systems that operate and self-fill thanks to precisely tailored hydrophilicity. CCs were heretofore hydrophilized in a plasma chamber, but which only produces transient hydrophilicity, lacks reproducibility, and limits CC design to open surface channels sealed with a tape. Here we introduce the additive DM of monolithic, fully functional and intrinsically hydrophilic CCs. CCs were 3D printed with commonly available light engine-based 3D printers using polyethylene(glycol)diacrylate-based ink co-polymerized with hydrophilic acrylic acid crosslinkers and optimized for hydrophilicity and printability. A new, robust capillary valve design and embedded conduits with circular cross-sections that prevent bubble trapping are presented, and complex interwoven circuit architectures created, and their use illustrated with an immunoassay. Finally, the need for external paper capillary pumps is eliminated by directly embedding the capillary pump in the chip as a porous gyroid structure, realizing fully functional, monolithic CCs. Thence, a computer-aided design file can be made into a CC by commonly available 3D printers in less than 30 minutes enabling low-cost, distributed, DM of fully functional ready-to-use microfluidic systems.

ABSTRACT Extracellular vesicles (EVs) are nanometric lipid vesicles that shuttle cargo between cells. Their analysis could shed light on health and disease conditions, but EVs must first be preserved, extracted and often pre-concentrated. Here we firstly compare plasma preservation agents, and secondly, using both plasma and cell supernatant, four EV-extraction methods including (i) ultracen-trifugation (UC), (ii) size exclusion chromatography (SEC), (iii) centrifugal filtration (LoDF), and (iv) accousto-sorting (AcS). We benchmarked them by characterizing integrity, size-distribution, concentration, purity and the expression profiles for nine proteins of EVs, as well as overall throughput, time-to-result and cost. We found that the difference between EDTA and citrate anticoagulants vary with the extraction method. In our hands, ultracentrifugation produced a high yield of EVs with low contamination; SEC is low-cost, fast, and easy to implement, but the purity of EVs is lower; LoDF and AcS are both compatible with process automation, small volume requirement, and rapid processing times. When using plasma, the LoDF was susceptible to clogging and sample contamination, while the AcS featured high purity but a lower yield of extraction. Analysis of protein profiles suggest that extraction methods extract different sub-population of EVs. Our study highlights the strength and weakness of sample preprocessing methods, and the variability in concentration, purity, and EV expression profiles of the extracted EVs. Pre-analytical parameters such as collection or pre-processing protocols must be considered as part of the entire process in order to address EV diversity and their use as clinically actionable indicators.

Immunofluorescence analysis of individual extracellular vesicles (EVs) in common fluorescence microscopes is gaining popularity due to its accessibility and high fluorescence sensitivity, however, EV number and size are only measurable using fluorescent stains requiring extensive sample manipulations. Here we introduce highly sensitive label-free EV size photometry (SP) based on interferometric scattering (iSCAT) imaging of immersed EVs immobilized on a glass coverslip. We implement SP on a common inverted epifluorescence microscope with LED illumination and a simple 50:50 beamsplitter, permitting seamless integration of SP with fluorescence imaging (SPFI). We present a high-throughput SPFI workflow recording >10,000 EVs in 7 min over multiple fields of view, pre- and post-incubation imaging to suppress background, along with automated image alignment, aberration correction, spot detection, and EV sizing. We identify the upper sizing limit of SP with 440 nm illumination and extend EVs sizing from ~35 nm in diameter to >200 nm with dual 440 nm and 740 nm illumination. We benchmark SP to flow cytometry using calibrated silica nanoparticles and demonstrate superior, label-free sensitivity. We showcase SPFI9s potential for EV analysis by experimentally distinguishing surface and volumetric EV dyes, observing the deformation of EVs adsorbed to a surface, and by uncovering distinct subpopulations in <100 nm-in-diameter EVs with fluorescently tagged membrane proteins.