Histoplasmosis is an endemic mycosis that often presents as a respiratory infection in immunocompromised patients. Hundreds of thousands of new infections are reported annually around the world. The etiological agent of the disease, Histoplasma, is a dimorphic fungus commonly found in the soil where it grows as mycelia. Humans can become infected by Histoplasma through inhalation of its spores (conidia) or mycelial particles. The fungi transitions into the yeast phase in the lungs at 37°C. Once in the lungs, yeast cells reside and proliferate inside alveolar macrophages. We have previously described that Histoplasma is composed of at least five cryptic species that differ genetically, and assigned new names to the lineages. Here we evaluated multiple phenotypic characteristics of 12 strains from five phylogenetic species of Histoplasma to identify phenotypic traits that differentiate between these species: H. capsulatum sensu stricto, H. ohiense, H. mississippiense, H. suramericanum, and an African lineage. We report diagnostic traits for two species. The other three species can be identified by a combination of traits. Our results suggest that 1) there are significant phenotypic differences among the cryptic species of Histoplasma, and 2) that those differences can be used to positively distinguish those species in a clinical setting and for further study of the evolution of this fungal pathogen.

Abstract Histoplasma capsulatum , a dimorphic fungal pathogen, is the most common cause of fungal respiratory infections in immunocompetent hosts. Histoplasma is endemic in the Ohio and Mississippi River Valleys in the United States and also distributed worldwide. Previous studies revealed at least eight clades, each specific to a geographic location: North American classes 1 and 2 (NAm 1 and NAm 2), Latin American groups A and B (LAm A and LAm B), Eurasian, Netherlands, Australian and African, and an additional distinct lineage (H81) comprised of Panamanian isolates. Previously assembled Histoplasma genomes are highly fragmented, with the highly repetitive G217B (NAm 2) strain, which has been used for most whole genome-scale transcriptome studies, assembled into over 250 contigs. In this study, we set out to fully assemble the repeat regions and characterize the large-scale genome architecture of Histoplasma species. We re-sequenced five Histoplasma strains (WU24 (NAm 1), G217B (NAm 2), H88 (African), G186AR (Panama), and G184AR (Panama)) using Oxford Nanopore Technologies long-read sequencing technology. Here we report chromosomal-level assemblies for all five strains, which exhibit extensive synteny among the geographically distant Histoplasma isolates. The new assemblies revealed that RYP2 , a major regulator of morphology and virulence, is duplicated in G186AR. In addition, we mapped previously generated transcriptome datasets onto the newly assembled chromosomes. Our analyses revealed that the expression of transposons and transposon-embedded genes are upregulated in yeast phase compared to mycelial phase in G217B and H88 strains. This study provides an important resource for fungal researchers and further highlights the importance of chromosomal-level assemblies in analyzing high-throughput datasets. Importance Histoplasma species are dimorphic fungi causing significant morbidity and mortality worldwide. These fungi grow as mold in the soil and as budding yeast within the human host. Histoplasma can be isolated from soil in diverse regions, including North America, South America, Africa and Europe. Phylogenetically distinct species of Histoplasma have been isolated and sequenced. However, for the commonly used strains, genome assemblies have been fragmented, leading to underutilization of genome-scale data. This study provides chromosome-level assemblies of the commonly used Histoplasma strains using long-read sequencing technology. Comparative analysis of these genomes shows largely conserved gene order within the chromosomes. Mapping existing transcriptome data on these new assemblies reveals clustering of transcriptionally co-regulated genes. Results of this study highlight the importance of obtaining chromosome-level assemblies in understanding the biology of human fungal pathogens.

Summary Cytosolic innate immune sensing is critical for protecting barrier tissues. NOD1 and NOD2 are cytosolic sensors of small peptidoglycan fragments (muropeptides) derived from the bacterial cell wall. These muropeptides enter cells, especially epithelial cells, through unclear mechanisms. We previously implicated SLC46 transporters in muropeptide transport in Drosophila immunity. Here we focus on Slc46a2, which is highly expressed in mammalian epidermal keratinocytes, and show that it is critical for delivery of DAP-muropeptides and activation of NOD1 in keratinocytes, while the related transporter Slc46a3 is critical for responding to MDP, the NOD2 ligand. In a mouse model, Slc46a2 and Nod1 deficiency strongly suppressed psoriatic inflammation, while methotrexate, a commonly used psoriasis therapeutic, inhibited Slc46a2 -dependent transport of DAP-muropeptides. Collectively these studies define SLC46A2 as a transporter of NOD1 activating muropeptides, with critical roles in the skin barrier, and identify this transporter as an important target for anti-inflammatory intervention.