5-Methylcytosine (5mC) is a widespread silencing mechanism that controls genomic parasites. In eukaryotes, 5mC has gained complex roles in gene regulation beyond parasite control, yet 5mC has also been lost in many lineages. The causes for 5mC retention and its genomic consequences are still poorly understood. Here, we show that the protist closely related to animals Amoebidium appalachense features both transposon and gene body methylation, a pattern reminiscent of invertebrates and plants. Unexpectedly, hypermethylated genomic regions in Amoebidium derive from viral insertions, including hundreds of endogenized giant viruses, contributing 14% of the proteome. Using a combination of inhibitors and genomic assays, we demonstrate that 5mC silences these giant virus insertions. Moreover, alternative Amoebidium isolates show polymorphic giant virus insertions, highlighting a dynamic process of infection, endogenization, and purging. Our results indicate that 5mC is critical for the controlled coexistence of newly acquired viral DNA into eukaryotic genomes, making Amoebidium a unique model to understand the hybrid origins of eukaryotic DNA.

Abstract 5-methylcytosine (5mC) is a widespread silencing mechanism that controls genomic parasites. However, in many eukaryotes 5mC has gained complex roles in gene regulation beyond parasite control. Animals are a quintessential case for 5mC evolution, as they show widespread variability across lineages, ranging from gene regulation and transposable element control to loss of this base modification. Here we show that the protist closely related to animals Amoebidium appalachense features both transposon and gene body methylation, a pattern reminiscent of invertebrates and plants. Unexpectedly, large hypermethylated regions of the Amoebidium genome derive from viral insertions, including hundreds of endogenized giant viruses contributing 14% of the encoded genes, to an extent never reported before in any eukaryotic genome. Using a combination of inhibitors and functional genomic assays, we demonstrate that 5mC silences these giant virus insertions. Moreover, alternative Amoebidium isolates show polymorphic giant virus insertions, highlighting a dynamic process of infection, endogenization and purging. Our results indicate that 5mC is critical for the controlled co-existence of newly acquired viral DNA into eukaryotic genomes, making Amoebidium a unique model to understand the hybrid origins of eukaryotic genomes.

Background: The astounding regenerative abilities of planarian flatworms prompt a steadily growing interest in examining their molecular foundation. Planarian regeneration was found to require hundreds of genes and is hence a complex process. Thus, RNA interference followed by transcriptome-wide gene expression analysis by RNA-seq is a popular technique to study the impact of any particular planarian gene on regeneration. Typically, the removal of ribosomal RNA (rRNA) is the first step of all RNA-Seq library preparation protocols. To date, rRNA removal in planarians was primarily achieved by the enrichment of polyadenylated (poly(A)) transcripts. However, to better reflect transcriptome dynamics and to cover also non-poly(A) transcripts, a procedure for the targeted removal of rRNA in planarians is needed. Results: In this study, we describe a workflow for the efficient depletion of rRNA in the planarian model species S. mediterranea. Our protocol is based on subtractive hybridization using organism-specific probes. Importantly, the designed probes also deplete rRNA of other freshwater triclad families, a fact that considerably broadens the applicability of our protocol. We tested our approach on total RNA isolated stem cells (termed neoblasts) of S. mediterranea and compared ribodepleted libraries with publicly available poly(A)-enriched ones. Overall, mRNA levels after ribodepletion were consisted with poly(A) libraries. However, ribodepleted libraries revealed higher transcript levels for transposable elements and histone mRNAs that remained underrepresented in poly(A) libraries. As neoblasts experience high transposon activity this suggests that ribodepleted libraries better reflect the transcriptional dynamics of planarian stem cells. Furthermore, the presented ribodepletion procedure was successfully expanded to the removal of ribosomal RNA from the gram-negative bacterium Salmonella typhimurium. Conclusions: The ribodepletion protocol presented here ensures the efficient rRNA removal from low input total planarian RNA, which can be further processed for RNA-Seq applications. Resulting libraries contain less than 2% rRNA. Moreover, for a cost-effective and efficient removal of rRNA prior to sequencing applications our procedure might be adapted to any prokaryotic or eukaryotic species of choice.