ARID1A (the AT-rich interaction domain 1A, also known as BAF250a) is one of the most commonly mutated genes in cancer1,2. The majority of ARID1A mutations are inactivating mutations and lead to loss of ARID1A expression 3 , which makes ARID1A a poor therapeutic target. Therefore, it is of clinical importance to identify molecular consequences of ARID1A deficiency that create therapeutic vulnerabilities in ARID1A-mutant tumors. In a proteomic screen, we found that ARID1A interacts with mismatch repair (MMR) protein MSH2. ARID1A recruited MSH2 to chromatin during DNA replication and promoted MMR. Conversely, ARID1A inactivation compromised MMR and increased mutagenesis. ARID1A deficiency correlated with microsatellite instability genomic signature and a predominant C>T mutation pattern and increased mutation load across multiple human cancer types. Tumors formed by an ARID1A-deficient ovarian cancer cell line in syngeneic mice displayed increased mutation load, elevated numbers of tumor-infiltrating lymphocytes, and PD-L1 expression. Notably, treatment with anti-PD-L1 antibody reduced tumor burden and prolonged survival of mice bearing ARID1A-deficient but not ARID1A-wild-type ovarian tumors. Together, these results suggest ARID1A deficiency contributes to impaired MMR and mutator phenotype in cancer, and may cooperate with immune checkpoint blockade therapy.

Abstract Cervical mucosa is continually confronted by coinfections with pathogenic microbes. In addition to human papillomavirus, coinfections with Chlamydia trachomatis have been associated with an increased risk of cervical cancer. However, the dynamics of coinfections, their impact on the epithelia, and their contribution to pathogenesis remain obscure. Using a novel human ectocervical squamous stratified epithelial organoids, we recapitulated the natural infections of the cervix by Chlamydia, HPV, and their coinfections. Towards this, we genetically manipulated the healthy organoids to mimic in vivo HPV persistence by introducing E6E7 oncogenes into the host genome. HPV persistent organoids show enhanced tissue regeneration, increased proliferation and differentiation of stem cells, and nuclear atypia resembling cervical intraepithelial neoplasia grade 1. We found that HPV interferes with normal Chlamydia development. Further, a unique transcriptional host response induced by Chlamydia and HPV leads to distinct reprogramming of host cell processes. Strikingly, in coinfections, Chlamydia impedes HPV-induced mechanisms that maintain cellular and genome integrity, including mismatch repair (MMR). Distinct post-translational proteasomal-degradation and E2F-mediated transcriptional regulation delineate the inverse regulation of MMR during coinfections. Our study employing organoids demonstrates the jeopardy of multiple sequential infection processes and the unique cellular microenvironment they create, accelerating neoplastic progression.

Abstract For precision medicine to reach its full potential for treatment of cancer and other diseases, protein variant effect prediction tools are needed that characterize variants of unknown significance (VUS) in a patient’s genome with respect to their likelihood to influence treatment response and outcomes. However, the performance of most variant prediction tools is limited by the difficulty of acquiring sufficient training and validation data. To overcome these limitations, we applied an iterative active learning approach starting from available biochemical, evolutionary, and functional annotations. The potential of active learning to improve variant interpretation was first demonstrated by applying it to synthetic and deep mutational scanning (DMS) datasets for four cancer-relevant proteins. We then probed its utility to guide interpretation and functional validation of tumor VUS in a potential biomarker for cancer therapy sensitivity, the nucleotide excision repair (NER) protein Xeroderma Pigmentosum Complementation Group A (XPA). A quantitative high-throughput cell-based NER activity assay, fluorescence-based multiplex flow-cytometric host cell reactivation (FM-HCR), was used to validate XPA VUS selected by the active learning strategy. In all cases, selecting VUS for validation by active learning yielded an improvement in performance over traditional learning. These analyses suggest that active learning is well-suited to significantly improve interpretation of VUS and cancer patient genomes.

ABSTRACT The large majority of oxidative DNA lesions occurring in the G1 phase of the cell cycle are repaired by base excision repair (BER) rather than mismatch repair (MMR) to avoid long resections that can lead to genomic instability and cell death. However, the molecular mechanisms dictating pathway choice between MMR and BER have remained unknown. Here, we show that, during G1, D-type cyclins are recruited to sites of oxidative DNA damage in a PCNA- and p21-dependent manner. D-type cyclins shield p21 from its two ubiquitin ligases CRL1 SKP2 and CRL4 CDT2 in a CDK4/6-independent manner. In turn, p21 competes through its PCNA-interacting protein degron with MMR components for their binding to PCNA. This inhibits MMR while not affecting BER. At the G1/S transition, the CRL4 AMBRA1 -dependent degradation of D-type cyclins renders p21 susceptible to proteolysis. These timely degradation events allow the proper binding of MMR proteins to PCNA, enabling the repair of DNA replication errors. Persistent expression of cyclin D1 during S-phase increases the mutational burden and promotes microsatellite instability. Thus, the expression of D-type cyclins inhibits MMR in G1, whereas their degradation is necessary for proper MMR function in S. One-Sentence Summary To maintain genome stability, D-type cyclins limit mismatch repair (MMR) in G1, whereas their degradation is necessary for proper MMR function in S phase.

ABSTRACT Ataxia-telangiectasia mutated (ATM) drives the DNA damage response via modulation of multiple signal transduction and DNA repair pathways. Previously, ATM activity was implicated in promoting the non-homologous end joining (NHEJ) pathway to repair a subset of DNA double strand breaks (DSBs), but how ATM performs this function is still unclear. In this study, we identified that ATM phosphorylates the DNA-dependent protein kinase catalytic subunit (DNA-PK cs ), a core NHEJ factor, at its extreme C-terminus at threonine 4102 (T4102) in response to DSBs. Phosphorylation at T4102 stabilizes the interaction between DNA-PK cs and the Ku-DNA complex and promotes assembly and stabilization of the NHEJ machinery at DSBs. Ablating phosphorylation at this site results in decreased NHEJ, radiosensitivity, and increased radiation-induced genomic instability. Collectively, these findings establish a key role for ATM in NHEJ-dependent repair of DSBs through positive regulation of DNA-PK cs .

Abstract NEIL1 is a DNA glycosylase that recognizes and initiates base excision repair of oxidized bases. The ubiquitous ssDNA binding scaffolding protein replication protein A (RPA) modulates NEIL1 activity in a manner that depends on DNA structure. Interaction between NEIL1 and RPA has been reported, but the molecular basis of this interaction has yet to be investigated. Using a combination of NMR spectroscopy and isothermal titration calorimetry (ITC), we show that NEIL1 interacts with RPA through two contact points. An interaction with the RPA32C protein recruitment domain was mapped to a motif in the common interaction domain (CID) of NEIL1 and a dissociation constant (Kd) of 200 nM was measured. A substantially weaker secondary interaction with the tandem RPA70AB ssDNA binding domains was also mapped to the CID. Together these two contact points reveal NEIL1 has a high overall affinity (Kd ∼ 20 nM) for RPA. A homology model of the complex of RPA32C with the NEIL1 RPA binding motif in the CID was generated and used to design a set of mutations in NEIL1 to disrupt the interaction, which was confirmed by ITC. The mutant NEIL1 remains catalytically active against ionizing radiation-induced DNA lesions in duplex DNA in vitro . Testing the functional effect of disrupting the NEIL1-RPA interaction in vivo using a Fluorescence Multiplex-Host Cell Reactivation (FM-HCR) reporter assay revealed that RPA interaction is not required for NEIL1 activity against oxidative damage in duplex DNA, and furthermore revealed an unexpected role for NEIL1 in nucleotide excision repair. These findings are discussed in the context of the role of NEIL1 in replication-associated repair.

Abstract We lack the fundamental information needed to understand how DNA damage in the brain is generated and how it is controlled over a lifetime in the absence of replication check points. To address these questions, here, we integrate cell-type and region-specific features of DNA repair activity in the normal brain. The brain has the same repair proteins as other tissues, but normal, canonical repair activity is unequal and is characterized by high base excision repair (BER) and low double strand break repair (DSBR). The natural imbalance creates conditions where single strand breaks (SSBs) can convert to double strand breaks (DSBs) and reversibly switch between states in response to oxidation both in vivo and in vitro. Our data suggest that, in a normal background of repair, SSBs and DSBs are in an equilibrium which is pushed or pulled by metabolic state. Interconversion of SSB to DSBs provides a physiological check point, which would allow the formation of unrepaired DSBs for productive functions, but would also restrict them from exceeding tolerable limits.

Determining the balance between DNA double strand break repair (DSBR) pathways is essential for understanding treatment response in cancer. We report a method for simultaneously measuring non-homologous end joining (NHEJ), homologous recombination (HR), and microhomology-mediated end joining (MMEJ). Using this method, we show that patient-derived glioblastoma (GBM) samples with acquired temozolomide (TMZ) resistance display elevated HR and MMEJ activity, suggesting that these pathways contribute to treatment resistance. We screen clinically relevant small molecules for DSBR inhibition with the aim of identifying improved GBM combination therapy regimens. We identify the ATM kinase inhibitor, AZD1390, as a potent dual HR/MMEJ inhibitor that suppresses radiation-induced phosphorylation of DSBR proteins, blocks DSB end resection, and enhances the cytotoxic effects of TMZ in treatment-naïve and treatment-resistant GBMs with TP53 mutation. We further show that a combination of G2/M checkpoint deficiency and reliance upon ATM-dependent DSBR renders TP53 mutant GBMs hypersensitive to TMZ/AZD1390 and radiation/AZD1390 combinations. This report identifies ATM-dependent HR and MMEJ as targetable resistance mechanisms in TP53-mutant GBM and establishes an approach for simultaneously measuring multiple DSBR pathways in treatment selection and oncology research.

DNA repair defects have been increasingly focused on as therapeutic targets. In hormone positive breast cancer, XRCC1-deficient tumors have been identified and proposed as targets for combination therapies that damage DNA and inhibit DNA repair pathways. XRCC1 is a scaffold protein that functions in base excision repair (BER) by mediating essential interactions between DNA glycosylases, AP endonuclease, poly(ADP-ribose) polymerase 1, DNA polymerase β (POL β), and DNA ligases. Loss of XRCC1 confers BER defects and hypersensitivity to DNA damaging agents. BER defects have not been evaluated in triple negative breast cancer (TNBC), for which new therapeutic targets and therapies are needed. To evaluate the potential of XRCC1 as an indicator of BER defects in TNBC, we examined XRCC1 expression and localization in the TCGA database and in TNBC cell lines. High XRCC1 expression was observed for TNBC tumors in the TCGA database and expression of XRCC1 varied between TNBC cell lines. We also observed changes in XRCC1 subcellular localization in TNBCs that alter the ability to repair base lesions and single-strand breaks. Subcellular localization changes were also observed for POL β that did not correlate with XRCC1 localization. Basal levels of DNA damage were also measured in the TNBC cell lines, and damage levels correlated with observed changes in XRCC1 expression, localization, and repair functions. The results confirmed that XRCC1 expression changes may indicate DNA repair capacity changes but emphasize that basal DNA damage levels along with expression and localization are better indicators of DNA repair defects. Given the observed over-expression of XRCC1 in TNBC preclinical models and the TCGA database, XRCC1 expression levels should be considered when evaluating treatment responses of TNBC preclinical model cells.

Poly−ADP-ribose polymerase (PARP) inhibitors are active against cells and tumors with defects in homology−directed repair as a result of synthetic lethality. PARP inhibitors have been suggested to act by either catalytic inhibition or by PARP localization in chromatin. In this study, we treat human HCC1937 BRCA1 mutant and isogenic BRCA1 −complemented cells for three weeks with veliparib, a PARP inhibitor. We show that long−term treatment with veliparib results in chromatin−bound PARP1 in the BRCA1 mutant cells, and that this correlates with significant upregulation of inflammatory genes and activation of the cyclic GMP−AMP synthase (cGAS)/ signalling effector stimulator of interferon genes (STING) pathway. In contrast, long−term treatment of isogenic BRCA1 −complemented cells with veliparib does not result in chromatin-associated PARP or significant upregulation of the inflammatory response. Our results suggest that long−term veliparib treatment may prime BRCA1 mutant tumors for positive responses to immune checkpoint blockade.