Abstract The search for vaccines that protect from severe morbidity and mortality because of infection with severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS‐CoV‐2), the virus that causes coronavirus disease 2019 (COVID‐19) is a race against the clock and the virus. Here we describe an amphiphilic imidazoquinoline (IMDQ‐PEG‐CHOL) TLR7/8 adjuvant, consisting of an imidazoquinoline conjugated to the chain end of a cholesterol‐poly(ethylene glycol) macromolecular amphiphile. It is water‐soluble and exhibits massive translocation to lymph nodes upon local administration through binding to albumin, affording localized innate immune activation and reduction in systemic inflammation. The adjuvanticity of IMDQ‐PEG‐CHOL was validated in a licensed vaccine setting (quadrivalent influenza vaccine) and an experimental trimeric recombinant SARS‐CoV‐2 spike protein vaccine, showing robust IgG2a and IgG1 antibody titers in mice that could neutralize viral infection in vitro and in vivo in a mouse model.

Abstract Poly(I:C) is a synthetic analogue of dsRNA capable of activating both TLR3 and RLRs, such as MDA‐5 and RIG‐I, as pathogen recognition receptors. While poly(I:C) is known to provoke a robust type I IFN, type III IFN, and Th1 cytokine response, its therapeutic use as a vaccine adjuvant is limited due to its vulnerability to nucleases and poor uptake by immune cells. is encapsulated poly(I:C) into lipid nanoparticles (LNPs) containing an ionizable cationic lipid that can electrostatically interact with poly(I:C). LNP‐formulated poly(I:C) triggered both lysosomal TLR3 and cytoplasmic RLRs, in vitro and in vivo, whereas poly(I:C) in an unformulated soluble form only triggered endosomal‐localized TLR3. Administration of LNP‐formulated poly(I:C) in mouse models led to efficient translocation to lymphoid tissue and concurrent innate immune activation following intramuscular (IM) administration, resulting in a significant increase in innate immune activation compared to unformulated soluble poly(I:C). When used as an adjuvant for recombinant full‐length SARS‐CoV‐2 spike protein, LNP‐formulated poly(I:C) elicited potent anti‐spike antibody titers, surpassing those of unformulated soluble poly(I:C) by orders of magnitude and offered complete protection against a SARS‐CoV‐2 viral challenge in vivo, and serum from these mice are capable of significantly reducing viral infection in vitro.

The search for vaccines that protect from severe morbidity and mortality as a result of infection with severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2), the virus that causes coronavirus disease 2019 (COVID-19) is a race against the clock and the virus. Several vaccine candidates are currently being tested in the clinic. Inactivated virus and recombinant protein vaccines can be safe options but may require adjuvants to induce robust immune responses efficiently. In this work we describe the use of a novel amphiphilic imidazoquinoline (IMDQ-PEG-CHOL) TLR7/8 adjuvant, consisting of an imidazoquinoline conjugated to the chain end of a cholesterol-poly(ethylene glycol) macromolecular amphiphile). This amphiphile is water soluble and exhibits massive translocation to lymph nodes upon local administration, likely through binding to albumin. IMDQ-PEG-CHOL is used to induce a protective immune response against SARS-CoV-2 after single vaccination with trimeric recombinant SARS-CoV-2 spike protein in the BALB/c mouse model. Inclusion of amphiphilic IMDQ-PEG-CHOL in the SARS-CoV-2 spike vaccine formulation resulted in enhanced immune cell recruitment and activation in the draining lymph node. IMDQ-PEG-CHOL has a better safety profile compared to native soluble IMDQ as the former induces a more localized immune response upon local injection, preventing systemic inflammation. Moreover, IMDQ-PEG-CHOL adjuvanted vaccine induced enhanced ELISA and in vitro microneutralization titers, and a more balanced IgG2a/IgG1 response. To correlate vaccine responses with control of virus replication in vivo, vaccinated mice were challenged with SARS-CoV-2 virus after being sensitized by intranasal adenovirus-mediated expression of the human angiotensin converting enzyme 2 (ACE2) gene. Animals vaccinated with trimeric recombinant spike protein vaccine without adjuvant had lung virus titers comparable to non-vaccinated control mice, whereas animals vaccinated with IMDQ-PEG-CHOL-adjuvanted vaccine controlled viral replication and infectious viruses could not be recovered from their lungs at day 4 post infection. In order to test whether IMDQ-PEG-CHOL could also be used to adjuvant vaccines currently licensed for use in humans, proof of concept was also provided by using the same IMDQ-PEG-CHOL to adjuvant human quadrivalent inactivated influenza virus split vaccine, which resulted in enhanced hemagglutination inhibition titers and a more balanced IgG2a/IgG1 antibody response. Enhanced influenza vaccine responses correlated with better virus control when mice were given a lethal influenza virus challenge. Our results underscore the potential use of IMDQ-PEG-CHOL as an adjuvant to achieve protection after single immunization with recombinant protein and inactivated virus vaccines against respiratory viruses, such as SARS-CoV-2 and influenza viruses.

Abstract The search for vaccines that protect from severe morbidity and mortality because of infection with severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS‐CoV‐2), the virus that causes coronavirus disease 2019 (COVID‐19) is a race against the clock and the virus. Here we describe an amphiphilic imidazoquinoline (IMDQ‐PEG‐CHOL) TLR7/8 adjuvant, consisting of an imidazoquinoline conjugated to the chain end of a cholesterol‐poly(ethylene glycol) macromolecular amphiphile. It is water‐soluble and exhibits massive translocation to lymph nodes upon local administration through binding to albumin, affording localized innate immune activation and reduction in systemic inflammation. The adjuvanticity of IMDQ‐PEG‐CHOL was validated in a licensed vaccine setting (quadrivalent influenza vaccine) and an experimental trimeric recombinant SARS‐CoV‐2 spike protein vaccine, showing robust IgG2a and IgG1 antibody titers in mice that could neutralize viral infection in vitro and in vivo in a mouse model.

Adjuvants can enhance vaccine effectiveness of currently licensed influenza vaccines. We tested influenza vaccination in a mouse model with two adjuvants: Sendai virus derived defective interfering (SDI) RNA, a RIG-I agonist, and an amphiphilic imidazoquinoline (IMDQ-PEG-Chol), TLR7/8 adjuvant. The negatively charged SDI RNA was formulated into lipid nanoparticles (LNPs) facilitating the direct delivery of a RIG-I agonist to the cytosol. We have previously tested SDI and IMDQ-PEG-Chol as standalone and combination adjuvants for influenza and SARS-CoV-2 vaccines. Here we tested two different ionizable lipids, K-Ac7-Dsa and S-Ac7-Dog, for LNP formulations. The adjuvanticity of IMDQ-PEG-Chol with and without empty or SDI-loaded LNPs was validated in a licensed vaccine setting (quadrivalent influenza vaccine or QIV) against H1N1 influenza virus, showing robust induction of antibody titres and T cell responses. Depending on the adjuvant combination and LNP lipid composition (K-Ac7-Dsa or S-Ac7-Dog lipids), humoral and cellular vaccine responses could be tailored towards type 1 or type 2 host responses with specific cytokine profiles that correlated with protection during viral infection. The extent of protection conferred by different vaccine/LNP/adjuvant combinations was examined against challenge with the vaccine-matching strain of H1N1 influenza A virus. Groups that received either LNP formulated with SDI, IMDQ-PEG-Chol or both showed very low levels of viral replication in their lungs at five days post virus infection. LNP ionizable lipid composition as well as loading (empty versus SDI) also skewed host responses to infection, as reflected in the cytokine and chemokine levels in lungs of vaccinated animals upon infection. These studies show the potential of LNPs as adjuvant delivery vehicles for licensed vaccines and illustrate the importance of LNP composition for subsequent host responses to infection, an important point of consideration for vaccine safety.

Current COVID-19 mRNA vaccines delivered intramuscularly (IM) induce effective systemic immunity, but with suboptimal immunity at mucosal sites, limiting their ability to impart sterilizing immunity. There is strong interest in rerouting immune responses induced in the periphery by parenteral vaccination to the portal entry site of respiratory viruses, such as SARS-CoV-2, by mucosal vaccination. We previously demonstrated the combination adjuvant, NE/IVT, consisting of a nanoemulsion (NE) and an RNA-based RIG-I agonist (IVT) induces potent systemic and mucosal immune responses in protein-based SARS-CoV-2 vaccines administered intranasally (IN). Herein, we demonstrate priming IM with mRNA followed by heterologous IN boosting with NE/IVT adjuvanted recombinant antigen induces strong mucosal and systemic antibody responses and enhances antigen-specific T cell responses in mucosa-draining lymph nodes compared to IM/IM and IN/IN prime/boost regimens. While all regimens induced cross-neutralizing antibodies against divergent variants and sterilizing immunity in the lungs of challenged mice, mucosal vaccination, either as homologous prime/boost or heterologous IN boost after IM mRNA prime was required to impart sterilizing immunity in the upper respiratory tract. Our data demonstrate the benefit of hybrid regimens whereby strong immune responses primed via IM vaccination are rerouted by IN vaccination to mucosal sites to provide optimal protection to SARS-CoV-2.

Angewandte Chemie International Edition is one of the prime chemistry journals in the world, publishing research articles, highlights, communications and reviews across all areas of chemistry.

The authors wish to make the following corrections to this Research Article: In Figure 1 and the table of content picture, the structure of the cholesteryl motif lacked a methyl group. The correct Figure 1 is shown below. (A) Molecular structure of (A1) IMDQ-PEG-CHOL and (A2) IMDQ-PEG. Conjugation was performed by amide bond formation between respectively cholesterylamine and PEG and PEG and IMDQ. (B) Schematic representation of albumin hitchhiking-mediated lymphatic transportation. The sentence “Furthermore, compared to IMDQ-PEG, IMDQ-PEG was more potent in inducing NF-kB activation in a reporter cell line (Figure 2 D), while being non-toxic within the tested experimental window (Figure 2 E)” should be replaced by “Furthermore, compared to IMDQ-PEG, IMDQ-PEG-CHOL was more potent in inducing NF-κB activation in a reporter cell line (Figure 2 D), while being non-toxic within the tested experimental window (Figure 2 E)”. The sentence: “Whereas non-immunized mice evidently did not show any detectable spike protein-specific titers in their sera, immunization with S protein induced Spike protein-specific titers in all groups (Figure 5 B), also shown as area under the curve (AUC) titers in Supplementary Figure 54” should be replaced by “‘Whereas non-immunized mice evidently did not show any detectable spike protein-specific titers in their sera, immunization with S protein induced Spike protein-specific titers in all groups (Figure 5 B), also shown as area under the curve (AUC) titers in Supplementary Figure S5”. In Figure 3 A the panels corresponding to the IMDQ-PEG-CHOL and IMDQ (but not IMDQ-PEG) groups were mistakenly copied from a previous manuscript of our group.1 Note that in analogy to our findings in Ref. [1], conjugation of IMDQ to an amphiphilic lipid-polymer carrier, again appeared crucial for mediating lymphatic translocation as the non-amphiphilic IMDQ-PEG induced very limited activity in the draining lymph node. The correct Figure 3 is shown below. (A) Bioluminescence images of luciferase reporter mice (IFNβ+/Δβ-luc); images taken 4, 24 and 48 h post footpad injection of IMDQ-PEG-CHOL, IMDQ-PEG and native IMDQ. (B1) Confocal microscopy images of lymph node tissue sections 48 h post subcutaneous injection of Cyanine5-PEG-CHOL, respectively Cyanine5-PEG, into the footpad of mice. Scale bar represents 100 micron. (B2) Flow cytometry analysis of the draining popliteal lymph node 48 h post subcutaneous injection of Cyanine5-PEG-CHOL, respectively Cyanine5-PEG into the footpad of mice. (n=3, mean + SD; Student's t-test: ****: p<0.0001) (C) Translocation of Cyanine5-PEG-CHOL to the draining popliteal lymph node analyzed 24 h post injection into the footpad, measured by flow cytometry. (n=6, mean + SD) (D) Flow cytometry analysis of the innate immune response in the draining popliteal lymph node 24 h post injection of IMDQ-PEG-CHOL into the footpad (D1) Relative increase in innate immune cell subsets, B and T cell numbers relative to a naïve control and (D2) maturation/activation of innate immune cell subsets, B and T cells (n=6, mean + SD; Student's t-test: ****: p<0.0001). In Figure 5, the panels A and B were mistakenly deleted in the original manuscript. The correct Figure 5 is shown below. IMDQ-PEG-CHOL induces a balanced neutralizing antibody response to SARS-CoV-2 infection. (A) Outline of the Spike protein vaccination and SARS-CoV-2 challenge. (B) ELISA titers (titers are expressed on the X axis as the reciprocal of the dilution factor) for total IgG, IgG1 and IgG2a and IgG2a/IgG1 ratio (based on the AUC (OD at 450nm) curve of the individual serum samples) in mice sera collected 3 weeks post-vaccination. (C) Control versus vaccinated sera examined for presence of virus-neutralizing antibodies by microneutralization assay, using 100 tissue culture infectious dose 50 (TCID50) of SARS-CoV-2 virus. The outcome is represented as a percentage inhibition of viral growth in (C1) and as the half maximal inhibitory concentration IC50 calculated by a non-linear regression analysis of percentage inhibition curve in (C2). (D) Viral lung titers represented as Plaque-forming-unit (PFU)/mL (geometric mean with geometric SD). The Ad5-hACE2 transduced mice were challenged with 5x104 PFU of SARS-CoV-2 and the lungs were harvested on day-4 post infection. Figure S3 in the Supporting Information has been expanded with ROI (=region of interest) designation on the bioluminescence images and a table containing the individual photon flux values from the draining popliteal lymph node and the whole body of the animals. Note that the “quantification of the total photon flux from the draining popliteal lymph node and the whole body, and the ratio of both” was performed on the correct images, also in the original manuscript. A revised Supporting Information is available online along with this Corrigendum. As a service to our authors and readers, this journal provides supporting information supplied by the authors. Such materials are peer reviewed and may be re-organized for online delivery, but are not copy-edited or typeset. Technical support issues arising from supporting information (other than missing files) should be addressed to the authors. Please note: The publisher is not responsible for the content or functionality of any supporting information supplied by the authors. Any queries (other than missing content) should be directed to the corresponding author for the article.

Antigenically distinct SARS-CoV-2 variants increase the reinfection risk for vaccinated and previously exposed population due to antibody neutralization escape. COVID-19 severity depends on many variables, including host immune responses, which differ depending on genetic predisposition. To address this, we perform immune profiling of female mice with different genetic backgrounds –transgenic K18-hACE2 and wild-type 129S1– infected with the severe B.1.351, 30 days after exposure to the milder BA.1 or severe H1N1. Prior BA.1 infection protects against B.1.351-induced morbidity in K18-hACE2 but aggravates disease in 129S1. H1N1 protects against B.1.351-induced morbidity only in 129S1. Enhanced severity in B.1.351 re-infected 129S1 is characterized by an increase of IL-10, IL-1β, IL-18 and IFN-γ, while in K18-hACE2 the cytokine profile resembles naïve mice undergoing their first viral infection. Enhanced pathology during 129S1 reinfection cannot be attributed to weaker adaptive immune responses to BA.1. Infection with BA.1 causes long-term differential remodeling and transcriptional changes in the bronchioalveolar CD11c+ compartment. K18-hACE2 CD11c+ cells show a strong antiviral defense expression profile whereas 129S1 CD11c+ cells present a more pro-inflammatory response upon restimulation. In conclusion, BA.1 induces cross-reactive adaptive immune responses in K18-hACE2 and 129S1, but reinfection outcome correlates with differential CD11c+ cells responses in the alveolar space. Genetic disposition can impact response to virus infection. Here, the authors used a reinfection approach with antigenically distinct SARS-CoV-2 variants Omicron and Beta and show that differences in the immune response correlate with disease outcome in mouse models with different genetic background upon reinfection.