ABSTRACT In utero infection and maternal inflammation can adversely impact fetal brain development. Maternal systemic illness, even in the absence of direct fetal central nervous system infection, is associated with an increased risk of autism and schizophrenia in affected offspring. The cell types mediating the response of the fetal brain to maternal inflammation are largely unknown, hindering the development of therapies to prevent and treat adverse neuropsychiatric outcomes. Here, we show that microglia, the resident phagocytes of the brain, are enriched for expression of receptors for relevant pathogens and cytokines, throughout embryonic development. Using a rodent maternal immune activation (MIA) model in which polyinosinic:polycytidylic acid is injected into pregnant dams, we demonstrate long-lasting transcriptional changes in fetal microglia that persist into postnatal life. We find that MIA induces widespread gene expression changes in neuronal and non-neuronal cells; importantly, these responses are abolished by selective genetic deletion of microglia, indicating that microglia are required for the transcriptional response of other cortical cell types to MIA. These findings demonstrate that microglia play a critical, durable role in fetal response to maternal inflammation, pointing at microglia as a potential therapeutic cell target.

Systematic analysis of gene function across diverse cell types in vivo is hindered by two challenges: obtaining sufficient cells from live tissues and accurately identifying each cell9s perturbation in high-throughput single-cell assays. Leveraging AAV9s versatile cell type tropism and high labeling capacity, we expanded the resolution and scale of in vivo CRISPR screens: allowing phenotypic analysis at single-cell resolution across a multitude of cell types in the embryonic brain, adult brain, and peripheral nervous system. We undertook extensive tests of 86 AAV serotypes, combined with a transposon system, to substantially amplify labeling and accelerate in vivo gene delivery from weeks to days. Using this platform, we performed an in utero genetic screen as proof-of-principle and identified pleiotropic regulatory networks of Foxg1 in cortical development, including Layer 6 corticothalamic neurons where it tightly controls distinct networks essential for cell fate specification. Notably, our platform can label >6% of cerebral cells, surpassing the current state-of-the-art efficacy at <0.1% (mediated by lentivirus), and achieve analysis of over 30,000 cells in one experiment, thus enabling massively parallel in vivo Perturb-seq. Compatible with various perturbation techniques (CRISPRa/i) and phenotypic measurements (single-cell or spatial multi-omics), our platform presents a flexible, modular approach to interrogate gene function across diverse cell types in vivo, connecting gene variants to their causal functions.

ABSTRACT In the neocortex, oligodendrocytes produce distinct amounts of myelin in each cortical layer and along the axons of individual neuron types. Here we present a comprehensive single-cell molecular map of mouse cortical oligodendrocytes across different cortical layers and stages of myelination, spanning the initiation of cortical myelination into adulthood. We apply this dataset to show that neuron-class specific signals drive oligodendrocyte maturation and differential myelination across cortical layers. We find that each layer contains a similar compendium of oligodendrocyte classes, indicating that oligodendrocyte heterogeneity cannot explain layer-specific myelination. To evaluate whether neuronal diversity drives differential myelination across cortical layers, we generated a predicted ligand-receptor interactome between projection neuron types and oligodendrocyte states, across cortical layers and time. In vivo functional testing identified Fgf18 , Ncam1 , and Rspo3 as novel, neuron-derived pro-myelinating signals. Our results highlight neuron-class-dependent control of myelin distribution in the neocortex.