Abstract Continuing advances in cryo-electron microscopy (cryo-EM) demonstrate the promise it holds for revealing biological structures at chemical resolution, in which noncovalent interactions, RNA and protein modifications, and solvation can be modeled accurately. At present, the best cryo-EM-derived models of the bacterial ribosome are of the large (50S) ribosomal subunit with effective global resolutions of 2.4-2.5 Å, based on map-to-model Fourier shell correlation (FSC). Here we present a model of the E. coli 70S ribosome with an effective global resolution of 2.0 Å, based on maps showcasing unambiguous positioning of residues, their detailed chemical interactions, and chemical modifications. These modifications include the first examples of isopeptide and thioamide backbone substitutions in ribosomal proteins, the former of which is likely conserved in all domains of life. The model also defines extensive solvation of the small (30S) ribosomal subunit for the first time, as well as interactions with A-site and P-site tRNAs, mRNA, and the antibiotic paromomycin. The high quality of the maps now allows a deeper phylogenetic analysis of ribosomal components, and identification of structural conservation to the level of solvation. The maps and models of the bacterial ribosome presented here should enable future structural analysis of the chemical basis for translation, and the development of robust tools for cryo-EM structure modeling and refinement.

Abstract As genetic code expansion advances beyond L-α-amino acids to backbone modifications and new polymerization chemistries, the field faces an increasingly broad challenge to discover what the ribosome can accommodate. Although the E. coli ribosome tolerates non-L-α-amino acids in vitro , few structural insights are available, and the boundary conditions for efficient bond formation are unknown. We describe a 2.1 Å cryo-EM structure of the E. coli ribosome containing well-resolved α-amino acid monomers coupled with a computational approach for which energy surface minima produced by metadynamics trend in agreement with established incorporation efficiencies. Reactive monomers across diverse structural classes favor a conformational space characterized by an A-site nucleophile to P-site carbonyl distance of < 4 Å and a Bürgi-Dunitz angle of 90-110°. Monomers whose free energy minima fall outside these regions do not react. Application of this model should accelerate the in vivo and in vitro ribosomal synthesis and application of sequence-defined, non-peptide heterooligomers.

Abstract The densely packed inner mitochondrial membrane (IMM) is vital for bioenergy generation and its dynamics control mitochondrial health and cellular homeostasis. IMM structure is complex, however, and imaging its dynamics with high temporal and spatial resolution is complicated by the photosensitivity of IMM-resident enzymes. Here we describe the cell-permeant, lipid-like acridine orange derivative MAO-N 3 and use it to assemble high-density, environmentally sensitive (HIDE) probes that selectively label and image the IMM in live cells. MAO-N 3 pairs with multiple SPAAC-reactive fluorophores to support HIDE imaging via confocal, Structured Illumination, Single Molecule Localization, and Stimulated Emission Depletion microscopy, all with significantly improved resistance against photobleaching. The HIDE probes generated using MAO-N 3 require no genetic manipulations, are non-toxic in model cell lines and primary cardiomyocytes, even under conditions that amplify the effects of mitochondrial toxins, and visualize the IMM for up to 12.5 hours with unprecedented spatial and temporal resolution.

Abstract We report that the recently introduced commercial strain of V. natriegens (Vmax X2) supports robust unnatural amino acid mutagenesis, generating exceptional yields of soluble protein containing up to 5 non-canonical α-amino acids (ncAA). The isolated yields of ncAA-containing superfolder green fluorescent protein (sfGFP) expressed in Vmax X2 are up to 25-fold higher than those achieved using commercial expression strains (Top10 and BL21) and more than10-fold higher than those achieved using two different genomically recoded E. coli strains that lack endogenous UAG stop codons and release factor 1 and have been optimized for improved fitness and preferred growth temperature (C321.ΔA.opt and C321.ΔA.exp). In addition to higher yields of soluble protein, Vmax X2 cells also generate proteins with significantly lower levels of mis-incorporated natural α-amino acids at the UAG-programmed position, especially in cases where the ncAA is an imperfect substrate for the chosen orthogonal aminoacyl tRNA synthetase (aaRS). This increase in fidelity implies that use of Vmax X2 cells as the expression host can obviate the need for time-consuming directed evolution experiments to improve specific activity of highly desirable but imperfect ncAA substrates.

Abstract The absence of orthogonal aminoacyl-tRNA synthetases that accept non-L-α-amino acids is the primary bottleneck hindering the in vivo translation of sequence-defined hetero-oligomers. Here we report PylRS enzymes that accept α-hydroxy acids, α-thio acids, N -formyl-L-α-amino acids, and α-carboxyl acid monomers (malonic acids) that are formally precursors to polyketide natural products. These monomers are all accommodated and accepted by the translation apparatus in vitro . High-resolution structural analysis of the complex between one such PylRS enzyme and a meta -substituted 2-benzylmalonate derivative reveals an active site that discriminates pro -chiral carboxylates and accommodates the large size and distinct electrostatics of an α-carboxyl acid substituent. This work emphasizes the potential of PylRS-derived enzymes for acylating tRNA with monomers whose α-substituent diverges significantly from the α-amine embodied in proteinogenic amino acids. These enzymes could act in synergy with natural or evolved ribosomes to generate diverse sequence-defined non-protein hetero-oligomers.

ABSTRACT Templated synthesis of proteins containing non-natural amino acids (nnAAs) promises to vastly expand the chemical space available to biological therapeutics and materials. Existing technologies limit the identity and number of nnAAs than can be incorporated into a given protein. Addressing these bottlenecks requires deeper understanding of the mechanism of messenger RNA (mRNA) templated protein synthesis and how this mechanism is perturbed by nnAAs. Here we examine the impact of both monomer backbone and side chain on formation and ribosome-utilization of the central protein synthesis substate: the ternary complex of native, aminoacylated transfer RNA (aa-tRNA), thermally unstable elongation factor (EF-Tu), and GTP. By performing ensemble and single-molecule fluorescence resonance energy transfer (FRET) measurements, we reveal the dramatic effect of monomer backbone on ternary complex formation and protein synthesis. Both the (R) and (S)-β 2 isomers of Phe disrupt ternary complex formation to levels below in vitro detection limits, while (R)- and (S)-β 3 -Phe reduce ternary complex stability by approximately one order of magnitude. Consistent with these findings, (R)- and (S)-β 2 -Phe-charged tRNAs were not utilized by the ribosome, while (R)- and (S)-β 3 -Phe stereoisomers were utilized inefficiently. The reduced affinities of both species for EF-Tu ostensibly bypassed the proofreading stage of mRNA decoding. (R)-β 3 -Phe but not (S)-β 3 -Phe also exhibited order of magnitude defects in the rate of substrate translocation after mRNA decoding, in line with defects in peptide bond formation that have been observed for D-α-Phe. We conclude from these findings that non-natural amino acids can negatively impact the translation mechanism on multiple fronts and that the bottlenecks for improvement must include consideration of the efficiency and stability of ternary complex formation.

Performing multi-color nanoscopy for extended times is challenging due to the rapid photobleaching rate of most fluorophores. Here we describe a new fluorophore (Yale-595) and a bio-orthogonal labeling strategy that enables both super-resolution (STED) and 3D confocal imaging of two organelles simultaneously for extended times using high-density environmentally sensitive (HIDE) probes. Because HIDE probes are small, cell-permeant molecules, they can visualize organelle pairs (ER + mitochondria, ER + plasma membrane) in hard-to-transfect cell lines at super-resolution for up to 7 minutes. The extended time domain possible using these new tools reveal novel dynamic nanoscale targeting between organelles.

The inefficient translocation of proteins across biological membranes limits their application as therapeutic compounds and research tools. In most cases, translocation involves two steps: uptake into the endocytic pathway and endosomal escape. Certain charged or amphiphilic molecules promote protein uptake but few enable efficient endosomal escape. One exception is ZF5.3, a mini-protein that exploits natural endosomal maturation machinery to translocate across endosomal membranes. Although certain ZF5.3-protein conjugates are delivered efficiently into the cytosol or nucleus, overall delivery efficiency varies widely with no obvious design rules. Here we evaluate the role of protein size and thermal stability in the ability to efficiently escape endosomes when attached to ZF5.3. Using fluorescence correlation spectroscopy, a singlemolecule technique that provides a precise measure of intra-cytosolic protein concentration, we demonstrate that delivery efficiency depends on both size and the ease with which a protein 2 unfolds. Regardless of size and pI, low-Tm cargos of ZF5.3 (including intrinsically disordered domains) bias its endosomal escape route toward a high-efficiency pathway that requires the homotypic fusion and protein sorting (HOPS) complex. Small protein domains are delivered with moderate efficiency through the same HOPS portal even if the Tm is high. These findings imply a novel protein- and/or lipid-dependent pathway out of endosomes that is exploited by ZF5.3 and provide clear guidance for the selection or design of optimally deliverable therapeutic cargo.

Ribosome engineering has emerged as a promising field in synthetic biology, particularly concerning the production of new sequence-defined polymers. Mutant ribosomes have been developed that improve the incorporation of several non-standard monomers including D-amino acids, dipeptides, and β-amino acids into polypeptide chains. However, there remains little mechanistic understanding of how these ribosomes catalyze incorporation of these new substrates. Here we probed the properties of a mutant ribosome-P7A7-evolved for better in vivo β-amino acid incorporation through in vitro ; biochemistry and cryo-electron microscopy. Although P7A7 is a functional ribosome in vivo , it is inactive in vitro ,and assembles poorly into 70S complexes. Structural characterization revealed large regions of disorder in the peptidyl transferase center and nearby features, suggesting a defect in assembly. Comparison of RNA helix and ribosomal protein occupancy with other assembly intermediates revealed that P7A7 is stalled at a late stage in ribosome assembly, explaining its weak activity. These results highlight the importance of ensuring efficient ribosome assembly during ribosome engineering towards new catalytic abilities.

DNA-binding transcription factors (TFs) remain challenging to target with molecular probes. Many TFs function in part through interaction with Mediator; we sought to block p53 function by disrupting the p53-Mediator interaction. Through rational design and activity-based screening, we characterized a stapled peptide, with functional mimics of both p53 activation domains, that selectively inhibited p53- and Mediator-dependent transcription in vitro. This bivalent peptide also suppressed p53 transcriptional response in human cancer cells. Our strategy circumvents the TF and instead targets the TF-Mediator interface, with desired transcriptional outcomes. Different TFs target Mediator through different subunits, suggesting this strategy could be broadly applied.