Scale-up of insecticide-based interventions has averted more than 500 million malaria cases since 2000. Increasing insecticide resistance could herald a rebound in disease and mortality. We aimed to investigate whether insecticide resistance was associated with loss of effectiveness of long-lasting insecticidal nets and increased malaria disease burden.

Abstract A major mechanism of insecticide resistance in insect pests is knock-down resistance ( kdr ) caused by mutations in the voltage-gated sodium channel ( Vgsc ) gene. Despite being common in most malaria Anopheles vector species, kdr mutations have never been observed in Anopheles funestus , the principal malaria vector in Eastern and Southern Africa. While monitoring 10 populations of An. funestus in Tanzania, we unexpectedly found resistance to DDT, a banned insecticide, in one location. Through whole-genome sequencing of 333 An. funestus samples from these populations, we found 8 novel amino acid substitutions in the Vgsc gene, including the kdr variant, L976F (L1014F in An. gambiae ), in tight linkage disequilibrium with another (P1842S). The mutants were found only at high frequency in one region, with a significant decline between 2017 and 2023. Notably, kdr L976F was strongly associated with survivorship to the exposure to DDT insecticide, while no clear association was noted with a pyrethroid insecticide (deltamethrin). Further study is necessary to identify the origin and spread of kdr in An. funestus , and the potential threat to current insecticide-based vector control in Africa. Significance Knock-down resistance (kdr) mutations confer resistance to malaria vector control insecticides and pose a grave threat to malaria control. Here, we report the first discovery of kdr in An. funestus , the principal malaria vector in East and Southern Africa. Kdr in An. funestus conferred resistance to DDT but not deltamethrin. Based on extensive DDT contamination and unofficial usage in Tanzania, it is possible that kdr emerged because of widespread organic pollution as opposed to through public health efforts. Regardless of origin, the discovery of kdr in An. funestus is an alarming development that warrants immediate, extensive follow-up and close surveillance to establish the origin, and extent to which it may threaten malaria control in An. funestus .

Abstract The impact of insecticide resistance in malaria vectors is poorly understood and quantified. Here a series of geospatial datasets for insecticide resistance in malaria vectors are provided so that trends in resistance in time and space can be quantified and the impact of resistance found in wild populations on malaria transmission in Africa can be assessed. Data are also provided for common genetic markers of resistance to support analyses of whether these genetic data can improve the ability to monitor resistance in low resource settings. Specifically, data have been collated and geopositioned for the prevalence of insecticide resistance, as measured by standard bioassays, in representative samples of individual species or species complexes. Data are provided for the Anopheles gambiae species complex, the Anopheles funestus subgroup, and for nine individual vector species. In addition, allele frequencies for known resistance associated markers in the Voltage-gated sodium channel ( Vgsc ) are provided. In total, eight analysis-ready, standardised, geopositioned datasets encompassing over 20,000 African mosquito collections between 1957 and 2017 are provided.

Abstract Background Long Lasting Insecticidal Nets (LLINs) and indoor residual spraying (IRS) represent powerful tools for controlling malaria vectors in sub-Saharan Africa. The success of these interventions relies on their capability to inhibit indoor feeding and resting of malaria mosquitoes. This study sought to understand the interaction of insecticide resistance with indoor and outdoor resting behavioral responses of malaria vectors from Western Kenya. Methods The status of insecticide resistance among indoor and outdoor resting anopheline mosquitoes was compared in Anopheles mosquitoes collected from Kisumu and Bungoma counties in Western Kenya. The level and intensity of resistance were measured using WHO-tube and CDC-bottle bioassays, respectively. The synergist piperonyl butoxide (PBO) was used to determine if metabolic activity (monooxygenase enzymes) explained the resistance observed. The mutations at the voltage-gated sodium channel ( Vgsc ) gene and Ace 1 gene were characterized using PCR methods. Microplate assays were used to measure levels of detoxification enzymes if present. Results A total of 1094 samples were discriminated within Anopheles gambiae s.l . and 289 within An. funestus s.l . In Kisian (Kisumu county), the dominant species was Anopheles arabiensis 75.2% (391/520) while in Kimaeti (Bungoma county) collections the dominant sibling species was Anopheles gambiae s.s 96.5% (554/574). The An. funestus s.l samples analysed were all An. funestus s.s from both sites. Pyrethroid resistance of An.gambiae s.l F1 progeny was observed in all sites. Lower mortality was observed against deltamethrin for the progeny of indoor resting mosquitoes compared to outdoor resting mosquitoes (Mortality rate: 37% vs 51%, P=0.044). The intensity assays showed moderate-intensity resistance to deltamethrin in the progeny of mosquitoes collected from indoors and outdoors in both study sites. In Kisian, the frequency of vgsc-L1014S and vgsc-L1014F mutation was 0.14 and 0.19 respectively in indoor resting malaria mosquitoes while those of the outdoor resting mosquitoes were 0.12 and 0.12 respectively. The ace 1 mutation was present in higher frequency in the F1 of mosquitoes resting indoors (0.23) compared to those of mosquitoes resting outdoors (0.12). In Kimaeti, the frequencies of vgsc-L1014S and vgsc-L1014F were 0.75 and 0.05 respectively for the F1 of mosquitoes collected indoors whereas those of outdoor resting ones were 0.67 and 0.03 respectively. The ace 1 G119S mutation was present in progeny of mosquitoes from Kimaeti resting indoors (0.05) whereas it was absent in those resting outdoors. Monooxygenase activity was elevated by 1.83 folds in Kisian and by 1.33 folds in Kimaeti for mosquitoes resting indoors than those resting outdoors respectively. Conclusion The study recorded high phenotypic, metabolic and genotypic insecticide resistance in indoor resting populations of malaria vectors compared to their outdoor resting counterparts. The indication of moderate resistance intensity for the indoor resting mosquitoes is alarming as it could have an operational impact on the efficacy of the existing pyrethroid based vector control tools. The use of synergist (PBO) in LLINs may be a better alternative for widespread use in these regions recording high insecticide resistance.

Abstract Background: Understanding the interactions between increased insecticide resistance in field malaria vector populations and the subsequent resting behaviour patterns is important for planning adequate vector control measures in a specific context and sustaining the current vector interventions. The aim of this study was to investigate the resting behavior, host preference and infection with Plasmodium falciparum sporozoites by malaria vectors in different ecological settings of western Kenya with different levels of insecticide resistance. Methods: Indoor and outdoor resting Anopheline mosquitoes were sampled during the dry and rainy seasons in Kisian (lowland site) and Bungoma (highland site), both in western Kenya. WHO tube bioassay was used to determine levels of phenotypic resistance of first generation offspring (F1 progeny) of malaria vectors resting indoors and outdoors to deltamethrin.PCR-based molecular diagnostics were used for mosquito speciation, genotype for resistance mutations and to determine specific host blood meal origins. Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA) was used to determine mosquito sporozoite infections. Results: Overall, 3,566 female Anopheles mosquitoes were collected with Anopheles gambiae s.l [In Bungoma, An. gambiae s.s (90.9%), An arabiensis (7.6%) and in Kisian, An. gambiae s.s (38.9%), An. arabiensis (60.2%)] being the most abundant species (74.7%) followed by An. funestus s.l (25.3%). The majority of An. gambiae s.l (85.4 and 58%) and An. funestus (96.6 and 91.1%) were caught resting indoors in Bungoma and Kisian respectively.Vgsc-1014S was observed at a slightly higher frequency in An. gambiae s.s hereafter(An. gambiae) resting indoor than outdoor (89.7 vs 84.6% and 71.5 vs 61.1%) in Bungoma and Kisian respectively. For An. arabiensis, Vgsc-1014S was 18.2% indoor and outdoor (17.9%) in Kisian. In Bungoma, the Vgsc-1014S was only detected in An. arabiensis resting indoors with a frequency of 10%. The Vgsc-1014F mutation was only present in An. gambiae resting indoors from both sites, but at very low frequencies in Kisian compared to Bungoma (0.8 and 9.2% respectively. In Bungoma, the sporozoite rates for An. funestus, An. gambiae, and An. arabiensis resting indoors were 10.9, 7.6 and 3.4 % respectively. For outdoor resting, An. gambiae and An. arabiensis in Bungoma, the sporozoite rates were 4.7 and 2.9 % respectively.Overall, in Bungoma, the sporozoite rate for indoor resting mosquitoes was 8.6% and 4.2% for outdoors. In Kisian the sporozoite rate was 0.9% for indoor resting An. gambiae. None of the outdoor collected mosquitoes in Kisian tested positive for sporozoite infections. Conclusion: The study reports high densities of insecticide -resistant An. gambiae and An. funestus resting indoors and the persistence of malaria transmission indoors with high entomological inoculation rates (EIR) regardless of the use of Long-lasting insecticidal nets (LLINs). These findings underline the difficulties of controlling malaria vectors resting and biting indoors using the current interventions. Supplemental vector control tools and implementation of sustainable insecticide resistance management strategies are needed in western Kenya.

The spread of resistance to insecticides in the mosquito vectors of diseases such as malaria and dengue poses a threat to the effectiveness of control programmes, which rely largely on insecticide-based interventions. Monitoring the resistance status of mosquito populations is therefore essential, but obtaining direct phenotypic measurements of resistance is laborious and error-prone. In contrast, high-throughput genotyping offers the prospect of quick and repeatable estimates of resistance, while also allowing the genotypic markers of resistance to be tracked and studied. We developed a panel of 28 known or putative markers of resistance in the major malaria vector Anopheles gambiae, which we use to test the association of these markers with resistance and to study their geographic distribution. We screened resistance-phenotyped An. gambiae from populations from a wide swathe of Sub-Saharan Africa (Burkina Faso, Ghana, Democratic Republic of Congo (DRC) and Kenya), and found evidence of resistance association for four mutations, including a novel mutation in the detoxification gene Gste2 (Gste2-119V). We also identified a gene duplication in Gste2 which combines a resistance-associated mutant form of the gene with its wild-type counterpart, potentially alleviating the costs of resistance. Finally, we describe the distribution of the multiple evolutionary origins of kdr resistance, finding unprecedented levels of diversity in the DRC. This panel represents the first step towards developing a quantitative predictive genotypic model of insecticide resistance that can be used to screen An. gambiae populations and predict resistance status.

Abstract Indoor residual spraying (IRS) and insecticide-treated nets (ITNs) are the main methods used to control mosquito populations for malaria prevention. The efficacy of these strategies is threatened by the spread of insecticide resistance (IR), limiting the success of malaria control. Studies of the genetic evolution leading to insecticide resistance could enable the identification of molecular markers that can be used for IR surveillance and an improved understanding of the molecular mechanisms associated with IR. This study used a weighted gene co-expression network analysis (WGCNA) algorithm, a systems biology approach, to identify genes with similar co-expression patterns (modules) and hub genes that are potential molecular markers for insecticide resistance surveillance in Kenya and Benin. A total of 20 and 26 gene co-expression modules were identified via average linkage hierarchical clustering from Anopheles arabiensis and An. gambiae, respectively, and hub genes (highly connected genes) were identified within each module. Three specific genes stood out: serine protease, E3 ubiquitin-protein ligase, and cuticular proteins, which were top hub genes in both species and could serve as potential markers and targets for monitoring IR in these malaria vectors. In addition to the identified markers, we explored molecular mechanisms using enrichment maps that revealed a complex process involving multiple steps, from odorant binding and neuronal signaling to cellular responses, immune modulation, cellular metabolism, and gene regulation. Incorporation of these dynamics into the development of new insecticides and the tracking of insecticide resistance could improve the sustainable and cost-effective deployment of interventions.

Abstract Anopheles stephensi , an invasive malaria vector in Africa, has the potential to impact the landscape of malaria on the continent, threatening to put an additional 126 million people per year at risk of malaria, largely in peri-urban/urban areas. To accelerate the early detection and rapid response to An. stephensi and ensure no gains made in malaria control and elimination are lost, it is critical to confirm the presence of the species and the geographic extent of its spread to inform control. However, morphological identification may be misinterpreted if specimens are damaged and existing molecular species confirmation assays require specialized laboratory equipment and training and may be challenging to interpret, requiring additional sequencing confirmation. A colorimetric rapid loop-mediated isothermal amplification (LAMP) assay for molecular An. stephensi species identification was developed and optimized. The colorimetric assay requires only a heat source and reagents and can be used with or without DNA extraction resulting in positive color change in 30-35 minutes. To determine analytical sensitivity, a 1:10 dilution series of the DNA extract was conducted showing 100% assay sensitivity down to 0.003 nanograms. To determine specificity, three different An. stephensi laboratory strains (STE2, SDA 500, UCI), 8 other Anopheles mosquito species, and Aedes aegypti were compared, and the results indicated 100% specificity across these species. To determine use without the need for DNA extraction, samples evaluated included a single mosquito leg, whole adult or larval mosquitoes, and pooled DNA extract from several mosquito species. A total of 1687 individual reactions were tested during optimization and all LAMP assay results were compared against the conventional PCR assay and confirmed through Sanger sequencing. To validate the optimized assay on wild caught specimens, DNA extracted from 12 wild caught, sequence-confirmed An. stephensi from Marsabit, Kenya, were tested and the colorimetric assay was accurate in identifying all of the specimens as An. stephensi . The assay described presents an opportunity to accelerate An. stephensi molecular identification in new and existing locations in Africa, within its endemic range, and globally. These findings present a simple, rapid, unique alternative to existing PCR and sequencing-based An. stephensi species identification and confirmation strategies. With additional field validation studies, molecular screening tools like the colorimetric LAMP-based An. stephensi species identification (CLASS) assay fill an important gap of rapid confirmation of this invasive vector and presents an ideal opportunity to better understand the spread of the species in Africa and other recently invaded areas, thus accelerating a response to mitigate its long-term impacts on malaria on the continent.

Abstract Background Insecticide resistance poses a growing challenge to malaria vector control in Kenya and around the world. Following evidence of associations between the mosquito microbiota and insecticide resistance, we comparatively characterized the microbiota of An. gambiae s.s . from Tulukuyi village, Bungoma, Kenya, with differing permethrin resistance profiles. Methods Using the CDC bottle bioassay, 133 2-3 day-old, virgin, non-blood fed female F 1 progeny of field-caught An. gambiae s.s . were exposed to five times (107.5μg/ml) the discriminating dose of permethrin. Post bioassay, 50 resistant and 50 susceptible mosquitoes were subsequently screened for kdr East and West mutations, and individually processed for microbial analysis using high throughput sequencing targeting the universal bacterial and archaeal 16S rRNA gene. Results 47% of the samples tested (n=133) were resistant, and of the 100 selected for further processing, 99% were positive for kdr East and 1% for kdr West. Overall, 84 bacterial taxa were detected across all mosquito samples, with 36 of these shared between resistant and susceptible mosquitoes. A total of 20 were unique to the resistant mosquitoes and 28 were unique to the susceptible mosquitoes. There were significant differences in bacterial composition between resistant and susceptible individuals (F=2.33, P=0.001), with presence of Sphingobacterium, Lysinibacillus and Streptococcus (all known pyrethroid-degrading taxa), and the radiotolerant Rubrobacter , being significantly associated with resistant mosquitoes. On the other hand, the presence of Myxococcus , was significantly associated with susceptible mosquitoes. Conclusion This is the first report of distinct microbiota in An. gambiae s.s . associated with intense pyrethroid resistance. The findings highlight differentially abundant bacterial taxa between resistant and susceptible mosquitoes, and further suggest a microbe-mediated mechanism of insecticide resistance in mosquitoes. Our results also indicate fixation of the kdr East mutation in this mosquito population, precluding further analysis of its associations with the mosquito microbiota, but presenting the hypothesis that any microbe-mediated mechanism of insecticide resistance would be likely of a metabolic nature. Overall, this study lays initial groundwork for understanding microbe-mediated mechanisms of insecticide resistance in African malaria vectors, and potentially identifying novel microbial markers of insecticide resistance that could supplement existing vector surveillance tools.

Abstract Background The rise of insecticide resistance poses a growing challenge to the effectiveness of vector control tools, particularly in rural areas. However, the urban setting has received comparatively less focus despite its significance in attracting rural to urban migration. Unplanned urbanization, often overlooked, exacerbates insecticide resistance as Anopheles mosquitoes adapt to the polluted environments of rapidly expanding cities. This study aimed to assess the insecticide susceptibility status of malaria vectors and identify potential underlying mechanisms across three distinct ecological settings characterized by differing levels of urbanization in Kisumu County, Kenya. Methods Field-derived An. gambiae (s.l.) larvae collected from a long stretch of urban-to-rural continuum were phenotyped as either resistant or susceptible to six different insecticides using the World Health Organization (WHO) susceptibility test. Polymerase chain reaction (PCR) techniques were used to identify the species of the An. gambiae complex and screened for mutations at voltage-gated sodium channels (Vgsc-1014F, Vgsc-1014S, Vgsc-1575Y) and acetylcholinesterase Ace1-119S. Metabolic enzymes activities (non-specific β-esterases and monooxygenases) were evaluated in mosquitoes not exposed to insecticides using microplate assays. Additionally, during larval sampling, a retrospective questionnaire survey was conducted to determine pesticide usage by the local inhabitants. Results Anopheles arabiensis dominated in urban (96.2%) and peri-urban (96.8%) areas, while An. gambiae (s.s.) was abundant in rural settings (82.7%). Urban mosquito populations showed high resistance intensity to deltamethrin (Mortality rate: 85.2% at 10x) and suspected resistance to Pirimiphos-methyl and bendiocarb while peri-urban and rural populations exhibited moderate resistance intensity to deltamethrin (mortality rate >98% at 10x). Preexposure of mosquitoes to a synergist piperonyl butoxide (PBO) significantly increased mortality rates: from 40.7% to 88.5% in urban, 51.9% to 90.3% in peri-urban, and 55.4% to 87.6% in rural populations for deltamethrin, and from 41.4% to 78.8% in urban, 43.7% to 90.7% in peri-urban, and 35% to 84.2% in rural populations for permethrin. In contrast, 100% mortality to chlorfenapyr and clothianidin was observed in all the populations tested. The prevalence of L1014F mutation was notably higher in urban An. arabiensis (0.22) unlike the peri-urban (0.11) and rural (0.14) populations while the L1014S mutation was more prevalent in rural An. gambiae (0.93). Additionally, urban An. arabiensis exhibited elevated levels of mixed function oxidases (0.8/mg protein) and non-specific esterases (2.12/mg protein) compared to peri-urban (0.57/mg protein and 1.5/mg protein, respectively) and rural populations (0.6/mg protein and 1.8/mg protein, respectively). Pyrethroids, apart from their use in public health through LLINs, were being highly used for agricultural purposes across all ecological settings (urban 38%, peri-urban 36% and rural 37%) followed by amidine group, with organophosphates, neonicotinoids and carbamates being of secondary importance. Conclusion These findings show high resistance of An. arabiensis to insecticides commonly used for vector control, linked with increased levels of detoxification enzymes. The observed intensity of resistance underscores the pressing issue of insecticide resistance in urban areas, potentially compromising the effectiveness of vector control measures, especially pyrethroid-treated LLINs. Given the species’ unique behavior and ecology compared to An. gambiae , tailored vector control strategies are needed to address this concern in urban settings.