Summary

 Duchenne muscular dystrophy (DMD) is a severe muscle-degenerative disease caused by a mutation in the dystrophin gene. Genetic correction of patient-derived induced pluripotent stem cells (iPSCs) by TALENs or CRISPR-Cas9 holds promise for DMD gene therapy; however, the safety of such nuclease treatment must be determined. Using a unique k-mer database, we systematically identified a unique target region that reduces off-target sites. To restore the dystrophin protein, we performed three correction methods (exon skipping, frameshifting, and exon knockin) in DMD-patient-derived iPSCs, and found that exon knockin was the most effective approach. We further investigated the genomic integrity by karyotyping, copy number variation array, and exome sequencing to identify clones with a minimal mutation load. Finally, we differentiated the corrected iPSCs toward skeletal muscle cells and successfully detected the expression of full-length dystrophin protein. These results provide an important framework for developing iPSC-based gene therapy for genetic disorders using programmable nucleases.

Mechanisms underlying human germ cell development are unclear, partly due to difficulties in studying human embryos and lack of suitable experimental systems. Here, we show that human induced pluripotent stem cells (hiPSCs) differentiate into incipient mesoderm-like cells (iMeLCs), which robustly generate human primordial germ cell-like cells (hPGCLCs) that can be purified using the surface markers EpCAM and INTEGRINα6. The transcriptomes of hPGCLCs and primordial germ cells (PGCs) isolated from non-human primates are similar, and although specification of hPGCLCs and mouse PGCs rely on similar signaling pathways, hPGCLC specification transcriptionally activates germline fate without transiently inducing eminent somatic programs. This includes genes important for naive pluripotency and repression of key epigenetic modifiers, concomitant with epigenetic reprogramming. Accordingly, BLIMP1, which represses somatic programs in mice, activates and stabilizes a germline transcriptional circuit and represses a default neuronal differentiation program. Together, these findings provide a foundation for understanding and reconstituting human germ cell development in vitro.

Genome engineering using programmable nucleases enables homologous recombination (HR)-mediated gene knock-in. However, the labour used to construct targeting vectors containing homology arms and difficulties in inducing HR in some cell type and organisms represent technical hurdles for the application of HR-mediated knock-in technology. Here, we introduce an alternative strategy for gene knock-in using transcription activator-like effector nucleases (TALENs) and clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated 9 (Cas9) mediated by microhomology-mediated end-joining, termed the PITCh (Precise Integration into Target Chromosome) system. TALEN-mediated PITCh, termed TAL-PITCh, enables efficient integration of exogenous donor DNA in human cells and animals, including silkworms and frogs. We further demonstrate that CRISPR/Cas9-mediated PITCh, termed CRIS-PITCh, can be applied in human cells without carrying the plasmid backbone sequence. Thus, our PITCh-ing strategies will be useful for a variety of applications, not only in cultured cells, but also in various organisms, including invertebrates and vertebrates.

CRISPR/Cas9-mediated genome editing is a next-generation strategy for genetic modifications, not only for single gene targeting, but also for multiple targeted mutagenesis. To make the most of the multiplexity of CRISPR/Cas9, we established a system for constructing all-in-one expression vectors containing multiple guide RNA expression cassettes and a Cas9 nuclease/nickase expression cassette. We further demonstrated successful examples of multiple targeting including chromosomal deletions in human cells using the all-in-one CRISPR/Cas9 vectors constructed with our novel system. Our system provides an efficient targeting strategy for multiplex genome/epigenome editing, simultaneous activation/repression of multiple genes and beyond.

Although the CRISPR/Cas system has enabled one-step generation of knockout mice, low success rates of cassette knock-in limit its application range. Here we show that cloning-free, direct nuclear delivery of Cas9 protein complex with chemically synthesized dual RNAs enables highly efficient target digestion, leading to generation of knock-in mice carrying a functional cassette with up to 50% efficiency, compared with just 10% by a commonly used method consisting of Cas9 mRNA and single guide RNA. Our cloning-free CRISPR/Cas system facilitates rapid one-step generation of cassette knock-in mice, accelerating functional genomic research by providing various in vivo genetic tools.

Abstract Potatoes (Solanum tuberosum) contain α-solanine and α-chaconine, two well-known toxic steroidal glycoalkaloids (SGAs). Sprouts and green tubers accumulate especially high levels of SGAs. Although SGAs were proposed to be biosynthesized from cholesterol, the biosynthetic pathway for plant cholesterol is poorly understood. Here, we identify sterol side chain reductase 2 (SSR2) from potato as a key enzyme in the biosynthesis of cholesterol and related SGAs. Using in vitro enzyme activity assays, we determined that potato SSR2 (St SSR2) reduces desmosterol and cycloartenol to cholesterol and cycloartanol, respectively. These reduction steps are branch points in the biosynthetic pathways between C-24 alkylsterols and cholesterol in potato. Similar enzymatic results were also obtained from tomato SSR2. St SSR2-silenced potatoes or St SSR2-disrupted potato generated by targeted genome editing had significantly lower levels of cholesterol and SGAs without affecting plant growth. Our results suggest that St SSR2 is a promising target gene for breeding potatoes with low SGA levels.

Abstract The CRISPR/Cas9 system provides a powerful tool for genome editing in various model organisms, including zebrafish. The establishment of targeted gene-disrupted zebrafish (knockouts) is readily achieved by CRISPR/Cas9-mediated genome modification. Recently, exogenous DNA integration into the zebrafish genome via homology-independent DNA repair was reported, but this integration contained various mutations at the junctions of genomic and integrated DNA. Thus, precise genome modification into targeted genomic loci remains to be achieved. Here, we describe efficient, precise CRISPR/Cas9-mediated integration using a donor vector harbouring short homologous sequences (10–40 bp) flanking the genomic target locus. We succeeded in integrating with high efficiency an exogenous mCherry or eGFP gene into targeted genes ( tyrosinase and krtt1c19e ) in frame. We found the precise in-frame integration of exogenous DNA without backbone vector sequences when Cas9 cleavage sites were introduced at both sides of the left homology arm, the eGFP sequence and the right homology arm. Furthermore, we confirmed that this precise genome modification was heritable. This simple method enables precise targeted gene knock-in in zebrafish.

Transcription activator-like effector (TALE) nuclease (TALEN) is a site-specific nuclease, which can be freely designed and easily constructed. Numerous methods of constructing TALENs harboring different TALE scaffolds and repeat variants have recently been reported. However, the functionalities of structurally different TALENs have not yet been compared. Here, we report on the functional differences among several types of TALENs targeting the same loci. Using HEK293T cell-based single-strand annealing and Cel-I nuclease assays, we found that TALENs with periodically-patterned repeat variants harboring non-repeat-variable di-residue (non-RVD) variations (Platinum TALENs) showed higher activities than TALENs without non-RVD variations. Furthermore, the efficiencies of gene disruption mediated by Platinum TALENs in frogs and rats were significantly higher than in previous reports. This study therefore demonstrated an efficient system for the construction of these highly active Platinum TALENs (Platinum Gate system), which could establish a new standard in TALEN engineering.

Glomerular podocytes express proteins, such as nephrin, that constitute the slit diaphragm, thereby contributing to the filtration process in the kidney. Glomerular development has been analyzed mainly in mice, whereas analysis of human kidney development has been minimal because of limited access to embryonic kidneys. We previously reported the induction of three-dimensional primordial glomeruli from human induced pluripotent stem (iPS) cells. Here, using transcription activator–like effector nuclease-mediated homologous recombination, we generated human iPS cell lines that express green fluorescent protein (GFP) in the NPHS1 locus, which encodes nephrin, and we show that GFP expression facilitated accurate visualization of nephrin-positive podocyte formation in vitro . These induced human podocytes exhibited apicobasal polarity, with nephrin proteins accumulated close to the basal domain, and possessed primary processes that were connected with slit diaphragm–like structures. Microarray analysis of sorted iPS cell–derived podocytes identified well conserved marker gene expression previously shown in mouse and human podocytes in vivo . Furthermore, we developed a novel transplantation method using spacers that release the tension of host kidney capsules, thereby allowing the effective formation of glomeruli from human iPS cell–derived nephron progenitors. The human glomeruli were vascularized with the host mouse endothelial cells, and iPS cell–derived podocytes with numerous cell processes accumulated around the fenestrated endothelial cells. Therefore, the podocytes generated from iPS cells retain the podocyte-specific molecular and structural features, which will be useful for dissecting human glomerular development and diseases.