Combined measurement of diverse molecular and anatomical traits that span multiple levels remains a major challenge in biology. Here, we introduce a simple method that enables proteomic imaging for scalable, integrated, high-dimensional phenotyping of both animal tissues and human clinical samples. This method, termed SWITCH, uniformly secures tissue architecture, native biomolecules, and antigenicity across an entire system by synchronizing the tissue preservation reaction. The heat- and chemical-resistant nature of the resulting framework permits multiple rounds (>20) of relabeling. We have performed 22 rounds of labeling of a single tissue with precise co-registration of multiple datasets. Furthermore, SWITCH synchronizes labeling reactions to improve probe penetration depth and uniformity of staining. With SWITCH, we performed combinatorial protein expression profiling of the human cortex and also interrogated the geometric structure of the fiber pathways in mouse brains. Such integrated high-dimensional information may accelerate our understanding of biological systems at multiple levels.

Identifying transcript location in cells Identifying where specific RNAs occur within a cell or tissue has been limited by technology and imaging capabilities. Expansion microscopy has allowed for better visualization of small structures by expanding the tissues with a polymer- and hydrogel-based system. Alon et al. combined expansion microscopy with long-read in situ RNA sequencing, resulting in a more precise visualization of the location of specific transcripts. This method, termed “ExSeq” for expansion sequencing, was used to detect RNAs, both new transcripts and those previously demonstrated to localize to neuronal dendrites. Unlike other in situ sequencing methods, ExSeq does not target sets of genes. This technology thus unites spatial resolution, multiplexing, and an unbiased approach to reveal insights into RNA localization and its physiological roles in developing and active tissue. Science , this issue p. eaax2656

Abstract: Methods for highly multiplexed RNA imaging are limited in spatial resolution, and thus in their ability to localize transcripts to nanoscale and subcellular compartments. We adapt expansion microscopy, which physically expands biological specimens, for long-read untargeted and targeted in situ RNA sequencing. We applied untargeted expansion sequencing (ExSeq) to mouse brain, yielding readout of thousands of genes, including splice variants and novel transcripts. Targeted ExSeq yielded nanoscale-resolution maps of RNAs throughout dendrites and spines in neurons of the mouse hippocampus, revealing patterns across multiple cell types; layer-specific cell types across mouse visual cortex; and the organization and position-dependent states of tumor and immune cells in a human metastatic breast cancer biopsy. Thus ExSeq enables highly multiplexed mapping of RNAs, from nanoscale to system scale. One Sentence Summary In situ sequencing of physically expanded specimens enables multiplexed mapping of RNAs at nanoscale, subcellular resolution.

Abstract In situ imaging of biomolecular location with nanoscale resolution enables mapping of the building blocks of life throughout biological systems in normal and disease states. Expansion microscopy (ExM), by physically enlarging specimens in an isotropic fashion, enables nanoimaging on standard light microscopes. Key to ExM is the equipping of different kinds of molecule, with different kinds of anchoring moiety, so they can all be pulled apart by polymer swelling. Here we present a multifunctional anchor, an acrylate epoxide, that enables multiple kinds of molecules ( e.g., proteins and RNAs) to be equipped with anchors in a single experimental step. This reagent simplifies ExM protocols and greatly reduces cost (by 2-10 fold for a typical multiplexed ExM experiment) compared to previous strategies for equipping RNAs with anchors. We show that this unified ExM (uniExM) protocol can be used to preserve and visualize RNA transcripts, proteins in biologically relevant ultrastructure, and sets of RNA transcripts in patient-derived xenograft (PDX) cancer tissues, and can support the visualization of other kinds of biomolecular species as well. Thus, uniExM may find many uses in the simple, multimodal nanoscale analysis of cells and tissues.

Methods for one-photon fluorescent imaging of calcium dynamics in vivo are popular due to their ability to simultaneously capture the dynamics of hundreds of neurons across large fields of view, at a low equipment complexity and cost. In contrast to two-photon methods, however, one-photon methods suffer from higher levels of crosstalk between cell bodies and the surrounding neuropil, resulting in decreased signal-to-noise and artifactual correlations of neural activity. Here, we address this problem by engineering cell body-targeted variants of the fluorescent calcium indicator GCaMP6f. We screened fusions of GCaMP6f to both natural as well as engineered peptides, and identified fusions that localized GCaMP6f to within approximately 50 microns of the cell body of neurons in live mice and larval zebrafish. One-photon imaging of soma-targeted GCaMP6f in dense neural circuits reported fewer artifactual spikes from neuropil, increased signal-to-noise ratio, and decreased artifactual correlation across neurons. Thus, soma-targeting of fluorescent calcium indicators increases neuronal signal fidelity and may facilitate even greater usage of simple, powerful, one-photon methods of population imaging of neural calcium dynamics.

Abstract Mapping and molecularly annotating mammalian neural circuits is challenging due to the inability to uniquely label cells while also resolving subcellular features such as synaptic proteins or fine cellular processes. We argue that an ideal technology for connectomics would have the following characteristics: the capacity for robust distance-independent labeling, synaptic resolution, molecular interrogation, and scalable computational methods . The recent development of high-diversity cellular barcoding with RNA has provided a way to overcome the labeling limitations associated with spectral dyes, however performing all-optical circuit mapping has not been demonstrated because no method exists to image barcodes throughout cells at synaptic-resolution. Here we show ExBarSeq, an integrated method combining in situ sequencing of RNA barcodes, immunostaining, and Expansion Microscopy coupled with an end-to-end software pipeline that automatically extracts barcode identities from large imaging datasets without data processing bottlenecks. As a proof of concept, we applied ExBarSeq to thick tissue sections from mice virally infected with MAPseq viral vectors and demonstrated the extraction of 50 barcoded cells in the visual cortex as well as cell morphologies uncovered via immunostaining. The current work demonstrates high resolution multiplexing of exogenous barcodes and endogenous synaptic proteins and outlines a roadmap for molecularly annotated connectomics at a brain-wide scale.

We present Barcoded Oligonucleotides Ligated On RNA Amplified for Multiplexed and parallel In-Situ analysis (BOLORAMIS), a reverse-transcription (RT)-free method for spatially-resolved, targeted, in-situ RNA identification of single or multiple targets. For this proof of concept, we have profiled 154 distinct coding and small non-coding transcripts ranging in sizes 18 nucleotide (nt) in length and upwards, from over 200,000 individual human induced pluripotent stem cells (iPSC) and demonstrated compatibility with multiplexed detection, enabled by fluorescent in-situ sequencing. We use BOLORAMIS data to identify differences in spatial localization and cell-to-cell expression heterogeneity. Our results demonstrate BOLORAMIS to be a generalizable toolset for targeted, in-situ detection of coding and small non-coding RNA for single or multiplexed applications.