Genome editing has potential for the targeted correction of germline mutations. Here we describe the correction of the heterozygous MYBPC3 mutation in human preimplantation embryos with precise CRISPR-Cas9-based targeting accuracy and high homology-directed repair efficiency by activating an endogenous, germline-specific DNA repair response. Induced double-strand breaks (DSBs) at the mutant paternal allele were predominantly repaired using the homologous wild-type maternal gene instead of a synthetic DNA template. By modulating the cell cycle stage at which the DSB was induced, we were able to avoid mosaicism in cleaving embryos and achieve a high yield of homozygous embryos carrying the wild-type MYBPC3 gene without evidence of off-target mutations. The efficiency, accuracy and safety of the approach presented suggest that it has potential to be used for the correction of heritable mutations in human embryos by complementing preimplantation genetic diagnosis. However, much remains to be considered before clinical applications, including the reproducibility of the technique with other heterozygous mutations.

Summary

 Reprogramming somatic cells into pluripotent embryonic stem cells (ESCs) by somatic cell nuclear transfer (SCNT) has been envisioned as an approach for generating patient-matched nuclear transfer (NT)-ESCs for studies of disease mechanisms and for developing specific therapies. Past attempts to produce human NT-ESCs have failed secondary to early embryonic arrest of SCNT embryos. Here, we identified premature exit from meiosis in human oocytes and suboptimal activation as key factors that are responsible for these outcomes. Optimized SCNT approaches designed to circumvent these limitations allowed derivation of human NT-ESCs. When applied to premium quality human oocytes, NT-ESC lines were derived from as few as two oocytes. NT-ESCs displayed normal diploid karyotypes and inherited their nuclear genome exclusively from parental somatic cells. Gene expression and differentiation profiles in human NT-ESCs were similar to embryo-derived ESCs, suggesting efficient reprogramming of somatic cells to a pluripotent state. 

PaperClip

Mutations in mitochondrial DNA (mtDNA) are associated with severe human diseases and are maternally inherited through the egg’s cytoplasm. Here we investigated the feasibility of mtDNA replacement in human oocytes by spindle transfer (ST; also called spindle–chromosomal complex transfer). Of 106 human oocytes donated for research, 65 were subjected to reciprocal ST and 33 served as controls. Fertilization rate in ST oocytes (73%) was similar to controls (75%); however, a significant portion of ST zygotes (52%) showed abnormal fertilization as determined by an irregular number of pronuclei. Among normally fertilized ST zygotes, blastocyst development (62%) and embryonic stem cell isolation (38%) rates were comparable to controls. All embryonic stem cell lines derived from ST zygotes had normal euploid karyotypes and contained exclusively donor mtDNA. The mtDNA can be efficiently replaced in human oocytes. Although some ST oocytes displayed abnormal fertilization, remaining embryos were capable of developing to blastocysts and producing embryonic stem cells similar to controls. Mutations in mitochondrial DNA cause a wide range of disorders in humans, with a high prevalence; here it is shown that the nucleus of an affected woman’s egg could be inserted into healthy donor egg cytoplasm by spindle transfer, allowing the birth of healthy offspring. Mutations in mitochondrial DNA (mtDNA) cause various human diseases. Their inheritance is through the mother because all zygotic mitochondria derive from the oocyte. Shoukhrat Mitalipov and colleagues previously reported proof-of-concept replacement of mtDNA through chromosome spindle transfer in macaque oocytes, and here they extend the technology to human oocytes. They also report on the health of a 3-year-old macaque born from an mtDNA-replaced oocyte. This work suggests that replacement therapy for mtDNA disorders could become a reality. Dieter Egli and colleagues took a different approach: they performed nuclear genome transfer between unfertilized human oocytes from two different donors. The resulting oocytes retained the ability to develop to the blastocyst stage and to produce embryonic stem cell lines with normal karyotypes. This technique has the potential to prevent the transmission of mtDNA mutations without causing manipulation-induced karyotypic abnormalities.

Human pluripotent stem cells hold potential for regenerative medicine, but available cell types have significant limitations. Although embryonic stem cells (ES cells) from in vitro fertilized embryos (IVF ES cells) represent the ‘gold standard’, they are allogeneic to patients. Autologous induced pluripotent stem cells (iPS cells) are prone to epigenetic and transcriptional aberrations. To determine whether such abnormalities are intrinsic to somatic cell reprogramming or secondary to the reprogramming method, genetically matched sets of human IVF ES cells, iPS cells and nuclear transfer ES cells (NT ES cells) derived by somatic cell nuclear transfer (SCNT) were subjected to genome-wide analyses. Both NT ES cells and iPS cells derived from the same somatic cells contained comparable numbers of de novo copy number variations. In contrast, DNA methylation and transcriptome profiles of NT ES cells corresponded closely to those of IVF ES cells, whereas iPS cells differed and retained residual DNA methylation patterns typical of parental somatic cells. Thus, human somatic cells can be faithfully reprogrammed to pluripotency by SCNT and are therefore ideal for cell replacement therapies. Genome-wide analysis of matched human IVF embryonic stem cells (IVF ES cells), induced pluripotent stem cells (iPS cells) and nuclear transfer ES cells (NT ES cells) derived by somatic cell nuclear transfer (SCNT) reveals that human somatic cells can be faithfully reprogrammed to pluripotency by SCNT; NT ES cells and iPS cells derived from the same somatic cells contain comparable numbers of de novo copy number variations, but whereas DNA methylation and transcriptome profiles of NT ES cells and IVF ES cells are similar, iPS cells have residual patterns typical of parental somatic cells. This study compares the distinct genetic, epigenetic and transcriptional signatures of human pluripotent stem cells produced by somatic cell nuclear transfer (SCNT) with induced pluripotent stem (iPS) cells produced by transcription-factor-mediated reprogramming. Both cell types were produced from the same pool of somatic donor cells to ensure a genetic match. iPS cells and SCNT-derived embryonic stem cells contained comparable de novo copy number variations. The abnormalities previously reported — residual DNA methylation patterns typical of parental somatic cells — were observed as anticipated in the iPS cells, but not in the SCNT-derived cells. This suggests that human somatic cells can be faithfully reprogrammed to pluripotency by SCNT and therefore might be more appropriate than iPS cells for use in cell replacement therapies.

Abstract Applications of genome editing ultimately depend on DNA repair triggered by targeted double-strand breaks (DSBs). However, repair mechanisms in human cells remain poorly understood and vary across different cell types. Here we report that DSBs selectively induced on a mutant allele in heterozygous human embryos are repaired by gene conversion using an intact wildtype homolog as a template in up to 40% of targeted embryos. We also show that targeting of homozygous loci facilitates an interplay of non-homologous end joining (NHEJ) and gene conversion and results in embryos which carry identical indel mutations on both loci. Additionally, conversion tracks may expand bidirectionally well beyond the target region leading to an extensive loss of heterozygosity (LOH). Our study demonstrates that gene conversion and NHEJ are two major DNA DSB repair mechanisms in preimplantation human embryos. While gene conversion could be applicable for gene correction, extensive LOH presents a serious safety concern.