Abstract COVID-19 is an infectious disease caused by SARS-CoV-2, which enters host cells via the cell surface proteins ACE2 and TMPRSS2. Using a variety of normal and malignant models and tissues from the aerodigestive and respiratory tracts, we investigated the expression and regulation of ACE2 and TMPRSS2 . We find that ACE2 expression is restricted to a select population of highly epithelial cells. Notably, infection with SARS-CoV-2 in cancer cell lines, bronchial organoids, and patient nasal epithelium, induces metabolic and transcriptional changes consistent with epithelial to mesenchymal transition (EMT), including upregulation of ZEB1 and AXL , resulting in an increased EMT score. Additionally, a transcriptional loss of genes associated with tight junction function occurs with SARS-CoV-2 infection. The SARS-CoV-2 receptor, ACE2, is repressed by EMT via TGFbeta, ZEB1 overexpression and onset of EGFR TKI inhibitor resistance. This suggests a novel model of SARS-CoV-2 pathogenesis in which infected cells shift toward an increasingly mesenchymal state, associated with a loss of tight junction components with acute respiratory distress syndrome-protective effects. AXL-inhibition and ZEB1-reduction, as with bemcentinib, offers a potential strategy to reverse this effect. These observations highlight the utility of aerodigestive and, especially, lung cancer model systems in exploring the pathogenesis of SARS-CoV-2 and other respiratory viruses, and offer important insights into the potential mechanisms underlying the morbidity and mortality of COVID-19 in healthy patients and cancer patients alike.

Abstract Endometrial or uterine glands secrete substances essential for uterine receptivity to the embryo, implantation, conceptus survival, development, and growth. Adenogenesis is the process of gland formation within the stroma of the uterus that occurs after birth. In the mouse, uterine gland formation initiates at postnatal day (P) 5. Subsequently, the developing uterine glands invade into the adjacent stroma. Mouse uterine gland morphology is poorly understood because it is based on two-dimensional (2D) histological observations. To more fully describe uterine gland morphogenesis, we generated three-dimensional (3D) models of postnatal uterine glands from P0 to P21, using light sheet microscopy. At birth (P0), there were no glands. At P8, we found bud- and teardrop-shaped epithelial invaginations. By P11, the forming glands were elongated epithelial tubes. By P21, the elongated tubes had a sinuous morphology. These morphologies are homogeneously distributed along the anterior-posterior axis of the uterus. To facilitate uterine gland analyses, we propose a novel 3D staging system of uterine gland morphology during postnatal development in the mouse. We define 6 stages: Stage 0: Aglandular, Stage 1: Bud, Stage 2: Teardrop, Stage 3: Elongated, Stage 4: Sinuous, and Stage 5: Primary Branches. This staging system provides a standardized key to assess and quantify uterine gland morphology that can be used for studies of uterine gland development and pathology. In addition, our studies suggest that gland formation initiation occurs during P8 and P11. However, between P11 and P21 gland formation initiation stops and all glands elongate and become sinuous.

Female mice homozygous for an engineered Gnrhr E90K mutation have reduced gonadotropin-releasing hormone signaling, leading to infertility. Their ovaries have numerous antral follicles but no corpora lutea, indicating a block to ovulation. These mutants have high levels of circulating estradiol and low progesterone, indicating a state of persistent estrus. This mouse model provided a unique opportunity to examine the lack of cyclic levels of ovarian hormones on uterine gland biology. Although uterine gland development appeared similar to controls during prepubertal development, it was compromised during adolescence in the mutants. By 20 weeks of age, uterine gland development was comparable to controls, but pathologies, including squamous neoplasia, tubal neoplasia, and cribriform glandular structures, were observed. Induction of ovulations by periodic human chorionic gonadotropin treatment did not rescue post-pubertal uterine gland development. Interestingly, progesterone receptor knockout mice, which lack progesterone signaling, also have defects in post-pubertal uterine gland development. However, progesterone treatment did not rescue post-pubertal uterine gland development. These studies indicate that chronically elevated levels of estradiol with low progesterone and therefore an absence of cyclic ovarian hormone secretion disrupts post-pubertal uterine gland development and homeostasis.