A tissue engineering approach was developed to produce arbitrary lengths of vascular graft material from smooth muscle and endothelial cells that were derived from a biopsy of vascular tissue. Bovine vessels cultured under pulsatile conditions had rupture strengths greater than 2000 millimeters of mercury, suture retention strengths of up to 90 grams, and collagen contents of up to 50 percent. Cultured vessels also showed contractile responses to pharmacological agents and contained smooth muscle cells that displayed markers of differentiation such as calponin and myosin heavy chains. Tissue-engineered arteries were implanted in miniature swine, with patency documented up to 24 days by digital angiography.

Current limitations of exogenous scaffolds or extracellular matrix based materials have underlined the need for alternative tissue-engineering solutions. Scaffolds may elicit adverse host responses and interfere with direct cell–cell interaction, as well as assembly and alignment of cell-produced ECM. Thus, fabrication techniques for production of scaffold-free engineered tissue constructs have recently emerged. Here we report on a fully biological self-assembly approach, which we implement through a rapid prototyping bioprinting method for scaffold-free small diameter vascular reconstruction. Various vascular cell types, including smooth muscle cells and fibroblasts, were aggregated into discrete units, either multicellular spheroids or cylinders of controllable diameter (300–500 μm). These were printed layer-by-layer concomitantly with agarose rods, used here as a molding template. The post-printing fusion of the discrete units resulted in single- and double-layered small diameter vascular tubes (OD ranging from 0.9 to 2.5 mm). A unique aspect of the method is the ability to engineer vessels of distinct shapes and hierarchical trees that combine tubes of distinct diameters. The technique is quick and easily scalable.

Waiting to Exhale Lung tissue does not regenerate, so, when it is damaged by disease and/or surgically removed, lung transplantation is often the only treatment option. Because donor tissue is in short supply, there has been a long-standing interest in engineering functional and transplantable lung tissue in the laboratory. Petersen et al. (p. 538 , published online 24 June; see the Perspective by Wagner and Griffith ) now report an important step in this direction. After gently removing the cellular constituents of rat lungs with detergent, the residual scaffold of extracellular matrix—which retained the compliance and mechanical properties of the original lung—was re-seeded with a mixture of lung epithelial and endothelial cells and cultured in a bioreactor. Within a few days, the engineered lung tissue contained alveoli, microvessels, and small airways that were repopulated with the appropriate cell types. When transplanted into a rat for short time periods, the engineered lung showed evidence of gas exchange.

To describe and evaluate a method of tomosynthesis breast imaging with a full-field digital mammographic system.In this tomosynthesis method, low-radiation-dose images were acquired as the x-ray source was moved in an arc above the stationary breast and digital detector. A step-and-expose method of imaging was used. Breast tomosynthesis and conventional images of two imaging phantoms and four mastectomy specimens were obtained. Three experienced readers scored the relative lesion visibility, lesion margin visibility, and confidence in the classification of six lesions.Tomosynthesis image-reconstruction algorithms allow tomographic imaging of the entire breast from a single arc of the x-ray source and at a radiation dose comparable with that in single-view mammography. Except for images of a large mass in a fatty breast, the tomosynthesis images were superior to the conventional images.Digital mammographic systems make breast tomosynthesis possible. Tomosynthesis may improve the specificity of mammography with improved lesion margin visibility and may improve early breast cancer detection, especially in women with radiographically dense breasts.

Human cortical organoids (hCOs), derived from human embryonic stem cells (hESCs), provide a platform to study human brain development and diseases in complex three-dimensional tissue. However, current hCOs lack microvasculature, resulting in limited oxygen and nutrient delivery to the inner-most parts of hCOs. We engineered hESCs to ectopically express human ETS variant 2 (ETV2). ETV2-expressing cells in hCOs contributed to forming a complex vascular-like network in hCOs. Importantly, the presence of vasculature-like structures resulted in enhanced functional maturation of organoids. We found that vascularized hCOs (vhCOs) acquired several blood-brain barrier characteristics, including an increase in the expression of tight junctions, nutrient transporters and trans-endothelial electrical resistance. Finally, ETV2-induced endothelium supported the formation of perfused blood vessels in vivo. These vhCOs form vasculature-like structures that resemble the vasculature in early prenatal brain, and they present a robust model to study brain disease in vitro.

Extracellular matrix (ECM) is a dynamic tissue that contributes to organ integrity and function, and its regulation of cell phenotype is a major aspect of cell biology. However, standard in vitro culture approaches are of unclear physiologic relevance because they do not mimic the compositional, architectural, or distensible nature of a living organ. In the lung, fibroblasts exist in ECM-rich interstitial spaces and are key effectors of lung fibrogenesis.To better address how ECM influences fibroblast phenotype in a disease-specific manner, we developed a culture system using acellular human normal and fibrotic lungs.Decellularization was achieved using treatment with detergents, salts, and DNase. The resultant matrices can be sectioned as uniform slices within which cells were cultured.We report that the decellularization process effectively removes cellular and nuclear material while retaining native dimensionality and stiffness of lung tissue. We demonstrate that lung fibroblasts reseeded into acellular lung matrices can be subsequently assayed using conventional protocols; in this manner we show that fibrotic matrices clearly promote transforming growth factor-β-independent myofibroblast differentiation compared with normal matrices. Furthermore, comprehensive analysis of acellular matrix ECM details significant compositional differences between normal and fibrotic lungs, paving the way for further study of novel hypotheses.This methodology is expected to allow investigation of important ECM-based hypotheses in human tissues and permits future scientific exploration in an organ- and disease-specific manner.

Nonimmunogenic, tissue-engineered vascular grafts stored long-term maintain their patency, strength, and function after transplant in large-animal models.

More than 570,000 coronary artery bypass grafts are implanted each year, creating an important demand for small-diameter vascular grafts. For patients who lack adequate internal mammary artery or saphenous vein, tissue-engineered arteries may prove useful. However, the time needed to tissue engineer arteries (7 weeks or more) is too long for many patients. Decellularized cadaveric human arteries are another possible source of vascular conduit, but limited availability and the potential for disease transmission limit their widespread use. In contrast, decellularized tissue-engineered arteries could serve as grafts for immediate implantation, as scaffolds onto which patients' cells could be seeded, or as carriers for genetically engineered cells to aid cell transplantation. The goal of this study was to quantify the effects of decellularization on vascular matrix and mechanical properties. Specifically, we compared cellular elimination, extracellular matrix retention, and mechanical characteristics of porcine carotid arteries before and after treatment with three decellularization methods. In addition, for the first time, tissue-engineered arteries were decellularized. Decellularized native arteries were also used as a scaffold onto which vascular cells were seeded. These studies identified a decellularization method for native and engineered arteries that maximized cellular elimination, without greatly compromising mechanical integrity. We showed that engineered tissues could be decellularized, and demonstrated the feasibility of reseeding decellularized vessels with vascular cells.

Arterial tissue-engineering techniques that have been reported previously typically involve long waiting times of several months while cells from the recipient are cultured to create the engineered vessel. In this study, we developed a different approach to arterial tissue engineering that can substantially reduce the waiting time for a graft. Tissue-engineered vessels (TEVs) were grown from banked porcine smooth muscle cells that were allogeneic to the intended recipient, using a biomimetic perfusion system. The engineered vessels were then decellularized, leaving behind the mechanically robust extracellular matrix of the graft wall. The acellular grafts were then seeded with cells that were derived from the intended recipient—either endothelial progenitor cells (EPC) or endothelial cell (EC)—on the graft lumen. TEV were then implanted as end-to-side grafts in the porcine carotid artery, which is a rigorous testbed due to its tendency for graft occlusion. The EPC- and EC-seeded TEV all remained patent for 30 d in this study, whereas the contralateral control vein grafts were patent in only 3/8 implants. Going along with the improved patency, the cell-seeded TEV demonstrated less neointimal hyperplasia and fewer proliferating cells than did the vein grafts. Proteins in the mammalian target of rapamycin signaling pathway tended to be decreased in TEV compared with vein grafts, implicating this pathway in the TEV's resistance to occlusion from intimal hyperplasia. These results indicate that a readily available, decellularized tissue-engineered vessel can be seeded with autologous endothelial progenitor cells to provide a biological vascular graft that resists both clotting and intimal hyperplasia. In addition, these results show that engineered connective tissues can be grown from banked cells, rendered acellular, and then used for tissue regeneration in vivo.

Using biodegradable scaffold and a biomimetic perfusion system, our lab has successfully engineered small-diameter vessel grafts using endothelial cells (ECs) and smooth muscle cells (SMCs) obtained from vessels in various species. However, translating this technique into humans has presented tremendous obstacles due to species and age differences. SMCs from elderly persons have limited proliferative capacity and a reduction in collagen production, which impair the mechanical strength of engineered vessels. As an alternative cell source, adult human bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hMSCs) were studied for their ability to differentiate into SMCs in culture plates as well as in a bioreactor system. In the former setting, immunofluorescence staining showed that MSCs, after induction for 14 days, expressed smooth muscle alpha-actin (SMA) and calponin, early and mid-SMC phenotypic markers, respectively. In the latter setting, vessel walls were constructed with MSC-derived SMCs. Various factors (i.e., matrix proteins, soluble factors, and cyclic strain) in the engineering system were further investigated for their effects on hMSC cell proliferation and differentiation into SMCs. Based on a screening of multiple factors, the engineering system was optimized by dividing the vessel culture into proliferation and differentiation phases. The vessel walls engineered under the optimized conditions were examined histologically and molecularly, and found to be substantially similar to native vessels. In conclusion, bone marrow-derived hMSCs can serve as a new cell source of SMCs in vessel engineering. Optimization of the culture conditions to drive SMC differentiation and matrix production significantly improved the quality of the hMSC-derived engineered vessel wall.