Broad use of CRISPR–Cas12a (formerly Cpf1) nucleases1 has been hindered by the requirement for an extended TTTV protospacer adjacent motif (PAM)2. To address this limitation, we engineered an enhanced Acidaminococcus sp. Cas12a variant (enAsCas12a) that has a substantially expanded targeting range, enabling targeting of many previously inaccessible PAMs. On average, enAsCas12a exhibits a twofold higher genome editing activity on sites with canonical TTTV PAMs compared to wild-type AsCas12a, and we successfully grafted a subset of mutations from enAsCas12a onto other previously described AsCas12a variants3 to enhance their activities. enAsCas12a improves the efficiency of multiplex gene editing, endogenous gene activation and C-to-T base editing, and we engineered a high-fidelity version of enAsCas12a (enAsCas12a-HF1) to reduce off-target effects. Both enAsCas12a and enAsCas12a-HF1 function in HEK293T and primary human T cells when delivered as ribonucleoprotein (RNP) complexes. Collectively, enAsCas12a provides an optimized version of Cas12a that should enable wider application of Cas12a enzymes for gene and epigenetic editing. Structure-guided protein engineering of Cas12a yields variants that have increased activity and that can edit sites with previously inaccessible PAMs.

Abstract Defining off-target profiles of gene-editing nucleases and CRISPR base editors remains an important challenge for use of these technologies, therapeutic or otherwise. Existing methods can identify off-target sites induced by these gene editors on an individual genome but are not designed to account for the broad diversity of genomic sequence variation that exists within populations of humans or other organisms. Here we describe OligoNucleotide Enrichment and sequencing ( ONE-seq ), a novel in vitro method that leverages customizable, high-throughput DNA synthesis technology instead of purified genomic DNA ( gDNA ) from individual genomes to profile gene editor off-target sites. We show that ONE-seq matches or exceeds the sensitivity of existing single-genome methods for identifying bona fide CRISPR-Cas9 off-target sites in cultured human cells and in vivo in a liver-humanized mouse model. In addition, ONE-seq outperforms existing best-in-class single-genome methods for defining off-target sites of CRISPR-Cas12a nucleases, cytosine base editors ( CBE s), and adenine base editors ( ABE s), unveiling previously undescribed bona fide off-target sites for all these editors in human cells. Most importantly, we leveraged ONE-seq to generate the first experimentally-derived population-scale off-target profiles for Cas9 nucleases that define the impacts of sequence variants from >2,500 individual human genome sequences in the 1000 Genomes Project database. Notably, some of the variants we identified that lead to increased mutation frequencies at off-target sites are enriched in specific human populations. We validated that novel population-specific, variant-sensitive off-target sites nominated by ONE-seq in vitro can show increased frequencies of mutations in human lymphoblastoid cells ( LCL s) harboring these sequence variants. Collectively, our results demonstrate that ONE-seq is a highly sensitive off-target nomination method that can uniquely be used to identify population subgroup-linked differences in off-target profiles of gene editors. ONE-seq provides an important new pathway by which to assess the impacts of global human genetic sequence diversity on the specificities of gene editors, thereby enabling a broader and more all-inclusive approach for profiling off-target effects of these transformative therapeutic technologies.

Abstract Microglia, the resident brain immune cells, play a critical role in normal brain development, and are impacted by the intrauterine environment, including maternal immune activation and inflammatory exposures. The COVID-19 pandemic presents a potential developmental immune challenge to the fetal brain, in the setting of maternal SARS-CoV-2 infection with its attendant potential for cytokine production and, in severe cases, cytokine storming. There is currently no biomarker or model for in utero microglial priming and function that might aid in identifying the neonates and children most vulnerable to neurodevelopmental morbidity, as microglia remain inaccessible in fetal life and after birth. This study aimed to generate patient-derived microglial-like cell models unique to each neonate from reprogrammed umbilical cord blood mononuclear cells, adapting and extending a novel methodology previously validated for adult peripheral blood mononuclear cells. We demonstrate that umbilical cord blood mononuclear cells can be used to create microglial-like cell models morphologically and functionally similar to microglia observed in vivo . We illustrate the application of this approach by generating microglia from cells exposed and unexposed to maternal SARS-CoV-2 infection. Our ability to create personalized neonatal models of fetal brain immune programming enables non-invasive insights into fetal brain development and potential childhood neurodevelopmental vulnerabilities for a range of maternal exposures, including COVID-19.

Abstract Background The SARS-CoV-2 virus activates maternal and placental immune responses. Such activation in the setting of other infections during pregnancy is known to impact fetal brain development. The effects of maternal immune activation on neurodevelopment are mediated at least in part by fetal brain microglia. However, microglia are inaccessible for direct analysis, and there are no validated non-invasive surrogate models to evaluate in utero microglial priming and function. We have previously demonstrated shared transcriptional programs between microglia and Hofbauer cells (HBCs, or fetal placental macrophages) in mouse models. Methods and results We assessed the impact of maternal SARS-CoV-2 on HBCs isolated from 24 term placentas ( N = 10 SARS-CoV-2 positive cases, 14 negative controls). Using single-cell RNA-sequencing, we demonstrated that HBC subpopulations exhibit distinct cellular programs, with specific subpopulations differentially impacted by SARS-CoV-2. Assessment of differentially expressed genes implied impaired phagocytosis, a key function of both HBCs and microglia, in some subclusters. Leveraging previously validated models of microglial synaptic pruning, we showed that HBCs isolated from placentas of SARS-CoV-2 positive pregnancies can be transdifferentiated into microglia-like cells (HBC-iMGs), with impaired synaptic pruning behavior compared to HBC models from negative controls. Conclusion These findings suggest that HBCs isolated at birth can be used to create personalized cellular models of offspring microglial programming.

Abstract Background The CYFIP1 gene, located in the neurodevelopmental risk locus 15q11.2, is highly expressed in microglia, but its role in human microglial function as it relates to neurodevelopment is not well understood. Methods We generated multiple CRISPR knockouts of CYFIP1 in patient-derived models of microglia to characterize function and phenotype. Using microglia-like cells reprogrammed from peripheral blood mononuclear cells, we quantified phagocytosis of synaptosomes (isolated and purified synaptic vesicles) from human iPSC-derived neuronal cultures as an in vitro model of synaptic pruning. We repeated these analyses in human iPSC-derived microglia, and characterized microglial development and function through morphology and motility. Results CYFIP1 knockout using orthogonal CRISPR constructs in multiple patient-derived cell lines was associated with statistically significant decrease in synaptic vesicle phagocytosis in microglia models derived from both PBMCs and iPSCs (p<0.0001). Morphology was also shifted toward a more ramified profile (p<0.0001), and motility was significantly reduced (p<0.0001). However, iPSC- CYFIP1 knockout lines retained the ability to differentiate to functional microglia. Conclusion : The changes in microglial phenotype and function from loss of CYFIP1 may contribute to pruning abnormalities observed in CYFIP1 -associated neurodevelopmental disorders. Investigating risk genes in a range of CNS cell types may be required to fully understand the way in which common and rare variants intersect to yield neuropsychiatric disorders.