An important goal in nanotechnology is the programmable self-assembly of complex, three-dimensional nanostructures. With DNA as the building block, synthesis techniques have developed to the stage where two-dimensional designer structures and certain three-dimensional structures can be produced. Douglas et al. describe a refinement of the scaffolded DNA origami technique capable of producing three-dimensional objects of more or less any desired form, to a scale of ten to a hundred nanometres, and with an impressive degree of control over the positions of the various DNA helices. The synthesis involves DNA helices arranged on pleated strands and assembled into honeycomb-like three-dimensional structures. The various strands link together via phosphate groups. The method produces complex objects that are slow to assemble. But it also provides a route towards assembling custom devices with nanometre-scale features, as demonstrated by the construction of objects with shapes resembling a square nut, slotted cross and wire-frame icosahedron. DNA has proved to be a versatile building block in the creation of complex structures through self-assembly, exploiting the intermolecular forces between the components. Here, the arrangement of DNA helices on pleated strands which are then assembled into honeycomb-like three-dimensional structures, produces objects of unprecedented complexity. Molecular self-assembly offers a ‘bottom-up’ route to fabrication with subnanometre precision of complex structures from simple components1. DNA has proved to be a versatile building block2,3,4,5 for programmable construction of such objects, including two-dimensional crystals6, nanotubes7,8,9,10,11, and three-dimensional wireframe nanopolyhedra12,13,14,15,16,17. Templated self-assembly of DNA18 into custom two-dimensional shapes on the megadalton scale has been demonstrated previously with a multiple-kilobase ‘scaffold strand’ that is folded into a flat array of antiparallel helices by interactions with hundreds of oligonucleotide ‘staple strands’19,20. Here we extend this method to building custom three-dimensional shapes formed as pleated layers of helices constrained to a honeycomb lattice. We demonstrate the design and assembly of nanostructures approximating six shapes—monolith, square nut, railed bridge, genie bottle, stacked cross, slotted cross—with precisely controlled dimensions ranging from 10 to 100 nm. We also show hierarchical assembly of structures such as homomultimeric linear tracks and heterotrimeric wireframe icosahedra. Proper assembly requires week-long folding times and calibrated monovalent and divalent cation concentrations. We anticipate that our strategy for self-assembling custom three-dimensional shapes will provide a general route to the manufacture of sophisticated devices bearing features on the nanometre scale.

We demonstrate the ability to engineer complex shapes that twist and curve at the nanoscale from DNA. Through programmable self-assembly, strands of DNA are directed to form a custom-shaped bundle of tightly cross-linked double helices, arrayed in parallel to their helical axes. Targeted insertions and deletions of base pairs cause the DNA bundles to develop twist of either handedness or to curve. The degree of curvature could be quantitatively controlled, and a radius of curvature as tight as 6 nanometers was achieved. We also combined multiple curved elements to build several different types of intricate nanostructures, such as a wireframe beach ball or square-toothed gears.

Building with DNA One route for assembling three-dimensional (3D) DNA nanostructures is to start with a long natural DNA single strand and attach short strands, or “staples,” that cause the entire “origami” structure to fold into a desired shape. Ke et al. (p. 1177 , see the cover; see the Perspective by Gothelf ) present an alternative approach to 3D assembly that builds upon modular assembly of 2D DNA tiles. One hundred and two distinct shapes were created from four-domain, 32-nucleotide single-stranded DNAs that assembled like children's blocks; each block could bind to four neighboring blocks through specific pairing interactions. Computer design and stepwise assembly allowed assembly of hollow shapes with a variety of internal cavities.

DNA nanotechnology exploits the programmable specificity afforded by base-pairing to produce self-assembling macromolecular objects of custom shape. For building megadalton-scale DNA nanostructures, a long 'scaffold' strand can be employed to template the assembly of hundreds of oligonucleotide 'staple' strands into a planar antiparallel array of cross-linked helices. We recently adapted this 'scaffolded DNA origami' method to producing 3D shapes formed as pleated layers of double helices constrained to a honeycomb lattice. However, completing the required design steps can be cumbersome and time-consuming. Here we present caDNAno, an open-source software package with a graphical user interface that aids in the design of DNA sequences for folding 3D honeycomb-pleated shapes A series of rectangular-block motifs were designed, assembled, and analyzed to identify a well-behaved motif that could serve as a building block for future studies. The use of caDNAno significantly reduces the effort required to design 3D DNA-origami structures. The software is available at http://cadnano.org/, along with example designs and video tutorials demonstrating their construction. The source code is released under the MIT license.

Membrane proteins are encoded by 20–35% of genes but represent <1% of known protein structures to date. Thus, improved methods for membrane-protein structure determination are of critical importance. Residual dipolar couplings (RDCs), commonly measured for biological macromolecules weakly aligned by liquid-crystalline media, are important global angular restraints for NMR structure determination. For α-helical membrane proteins >15 kDa in size, Nuclear-Overhauser effect-derived distance restraints are difficult to obtain, and RDCs could serve as the main reliable source of NMR structural information. In many of these cases, RDCs would enable full structure determination that otherwise would be impossible. However, none of the existing liquid-crystalline media used to align water-soluble proteins are compatible with the detergents required to solubilize membrane proteins. We report the design and construction of a detergent-resistant liquid crystal of 0.8-μm-long DNA-nanotubes that can be used to induce weak alignment of membrane proteins. The nanotubes are heterodimers of 0.4-μm-long six-helix bundles each self-assembled from a 7.3-kb scaffold strand and >170 short oligonucleotide staple strands. We show that the DNA-nanotube liquid crystal enables the accurate measurement of backbone N H and C α H α RDCs for the detergent-reconstituted ζ-ζ transmembrane domain of the T cell receptor. The measured RDCs validate the high-resolution structure of this transmembrane dimer. We anticipate that this medium will extend the advantages of weak alignment to NMR structure determination of a broad range of detergent-solubilized membrane proteins.

DNA nanotechnology enables engineering of molecular-scale devices with exquisite control over geometry and site-specific functionalization. This capability promises compelling advantages in advancing nanomedicine; nevertheless, instability in biological environments and innate immune activation remain as obstacles for in vivo application. Natural particle systems (i.e., viruses) have evolved mechanisms to maintain structural integrity and avoid immune recognition during infection, including encapsulation of their genome and protein capsid shell in a lipid envelope. Here we introduce virus-inspired enveloped DNA nanostructures as a design strategy for biomedical applications. Achieving a high yield of tightly wrapped unilamellar nanostructures, mimicking the morphology of enveloped virus particles, required precise control over the density of attached lipid conjugates and was achieved at 1 per ∼180 nm2. Envelopment of DNA nanostructures in PEGylated lipid bilayers conferred protection against nuclease digestion. Immune activation was decreased 2 orders of magnitude below controls, and pharmacokinetic bioavailability improved by a factor of 17. By establishing a design strategy suitable for biomedical applications, we have provided a platform for the engineering of sophisticated, translation-ready DNA nanodevices.

Push Me, Release, Pull You In eukaryotic cells, nearly all long-distance transport of cargos is carried out by the microtubule-based motors kinesin and dynein. These opposite-polarity motors move cargos bidirectionally so that they reach their cellular destinations with spatial and temporal specificity. To understand transport by motor ensembles, Derr et al. (p. 662 , published online 11 October; see the Persective by Diehl ) used a DNA scaffold for building an artificial cargo that could be programmed to bind different numbers and types of molecular motors with defined geometry. A cargo with multiple copies of the same motor was transported with minimal interference, suggesting that similar-polarity motors can coordinate without the need for additional cellular factors. However, ensembles of opposite-polarity motors frequently engaged in a sort of “tug of war,” which could only be resolved by releasing one motor from the microtubule track. Thus, within the cell, it is likely that regulation is required for bidirectional transport.

DNA nanostructures have evoked great interest as potential therapeutics and diagnostics due to ease and robustness of programming their shapes, site-specific functionalizations and responsive behaviours. However, their utility in biological fluids can be compromised through denaturation induced by physiological salt concentrations and degradation mediated by nucleases. Here we demonstrate that DNA nanostructures coated by oligolysines to 0.5:1 N:P (ratio of nitrogen in lysine to phosphorus in DNA), are stable in low salt and up to tenfold more resistant to DNase I digestion than when uncoated. Higher N:P ratios can lead to aggregation, but this can be circumvented by coating instead with an oligolysine-PEG copolymer, enabling up to a 1,000-fold protection against digestion by serum nucleases. Oligolysine-PEG-stabilized DNA nanostructures survive uptake into endosomal compartments and, in a mouse model, exhibit a modest increase in pharmacokinetic bioavailability. Thus, oligolysine-PEG is a one-step, structure-independent approach that provides low-cost and effective protection of DNA nanostructures for in vivo applications.

Molecular self-assembly using DNA as a structural building block has proven to be an efficient route to the construction of nanoscale objects and arrays of increasing complexity. Using the remarkable "scaffolded DNA origami" strategy, Rothemund demonstrated that a long single-stranded DNA from a viral genome (M13) can be folded into a variety of custom two-dimensional (2D) shapes using hundreds of short synthetic DNA molecules as staple strands. More recently, we generalized a strategy to build custom-shaped, three-dimensional (3D) objects formed as pleated layers of helices constrained to a honeycomb lattice, with precisely controlled dimensions ranging from 10 to 100 nm. Here we describe a more compact design for 3D origami, with layers of helices packed on a square lattice, that can be folded successfully into structures of designed dimensions in a one-step annealing process, despite the increased density of DNA helices. A square lattice provides a more natural framework for designing rectangular structures, the option for a more densely packed architecture, and the ability to create surfaces that are more flat than is possible with the honeycomb lattice. Thus enabling the design and construction of custom 3D shapes from helices packed on a square lattice provides a general foundational advance for increasing the versatility and scope of DNA nanotechnology.