Abstract Measuring forces within living cells remains a technical challenge. We developed hydrophobic mechanosensing fluorescent probes called Flippers, whose fluorescence lifetime depends on lipid packing and can report on membrane tension. Here, we describe technical optimization of the probe imaging, and diverse characterizations in various biological and in vitro systems. We provide a guideline to measure biophysical parameters of cellular membranes by FLIM microscopy with Flipper probes, providing evidences that flippers can report long range forces in cells, tissues and organs i .

ABSTRACT During osmotic changes of their environment, cells actively regulate their volume and plasma membrane tension that can passively change through osmosis. How tension and volume are coupled during osmotic adaptation remains unknown, as a quantitative characterization is lacking. Here, we performed dynamic membrane tension and cell volume measurements during osmotic shocks. During the first few seconds following the shock, cell volume varied to equilibrate osmotic pressures inside and outside the cell, and membrane tension dynamically followed these changes. A theoretical model based on the passive, reversible unfolding of the membrane as it detaches from the actin cortex during volume increase, quantitatively describes our data. After the initial response, tension and volume recovered from hypoosmotic shocks but not from hyperosmotic shocks. During these asymmetric recoveries, tension and volume remained coupled. Pharmacological disruption of the cytoskeleton and functional inhibition of ion channels and mTOR all affected tension and volume responses, proving that a passive mechanism is necessary and critical for the cell to adapt fast. The coupling between them was, nonetheless, maintained for a few exceptions suggesting that volume and tension regulations are independent from the regulation of their coupling.