Blood-based, or "liquid," biopsies enable minimally invasive diagnostics but have limits on sensitivity due to scarce cell-free DNA (cfDNA). Improvements to sensitivity have primarily relied on enhancing sequencing technology ex vivo . Here, we sought to augment the level of circulating tumor DNA (ctDNA) detected in a blood draw by attenuating the clearance of cfDNA in vivo . We report a first-in-class intravenous DNA-binding priming agent given 2 hours prior to a blood draw to recover more cfDNA. The DNA-binding antibody minimizes nuclease digestion and organ uptake of cfDNA, decreasing its clearance at 1 hour by over 150-fold. To improve plasma persistence and limit potential immune interactions, we abrogated its Fc-effector function. We found that it protects GC-rich sequences and DNase-hypersensitive sites, which are ordinarily underrepresented in cfDNA. In tumor-bearing mice, priming improved tumor DNA recovery by 19-fold and sensitivity for detecting cancer from 6% to 84%. These results suggest a novel method to enhance the sensitivity of existing DNA-based cancer testing using blood biopsies.

Abstract The ability to assay large numbers of low-abundance mutations is crucial in biomedicine. Yet, the technical hurdles of sequencing multiple mutations at extremely high depth and accuracy remain daunting. For sequencing low-level mutations, it’s either ‘depth or breadth’ but not both. Here, we report a simple and powerful approach to accurately track thousands of distinct mutations with minimal reads. Our technique called MAESTRO ( m inor a llele e nriched s equencing t hrough r ecognition o ligonucleotides) employs massively-parallel mutation enrichment to empower duplex sequencing—one of the most accurate methods—to track up to 10,000 low-frequency mutations with up to 100-fold less sequencing. In example use cases, we show that MAESTRO could enable mutation validation from cancer genome sequencing studies. We also show that it could track thousands of mutations from a patient’s tumor in cell-free DNA, which may improve detection of minimal residual disease from liquid biopsies. In all, MAESTRO improves the breadth, depth, accuracy, and efficiency of mutation testing.

Abstract Detecting mutations as rare as a single molecule is crucial in many fields such as cancer diagnostics and aging research but remains challenging. Third generation sequencers can read a double-stranded DNA molecule (a ‘single duplex’) in whole to identify true mutations on both strands apart from false mutations on either strand but with limited accuracy and throughput. Although next generation sequencing (NGS) can track dissociated strands with Duplex Sequencing, the need to sequence each strand independently severely diminishes its throughput. Here, we developed a hybrid method called Concatenating Original Duplex for Error Correction (CODEC) that combines the massively parallel nature of NGS with the single-molecule capability of third generation sequencing. CODEC physically links both strands to enable NGS to sequence a single duplex with a single read pair. By comparing CODEC and Duplex Sequencing, we showed that CODEC achieved a similar error rate (10 −6 ) with 100 times fewer reads and conferred ‘single duplex’ resolution to most major NGS workflows.

ABSTRACT Accurate DNA sequencing is crucial in biomedicine. Underlying the most accurate methods is the assumption that a mutation is true if altered bases are present on both strands of the DNA duplex. We now show that this assumption can be wrong. We establish that current methods to prepare DNA for sequencing, via ‘End Repair/dA-Tailing,’ may substantially resynthesize strands, leading amplifiable lesions or alterations on one strand to become indiscernible from true mutations on both strands. Indeed, we discovered that 7-17% and 32-57% of interior ‘duplex base pairs’ from cell-free DNA and formalin-fixed tumor biopsies, respectively, could be resynthesized in vitro and potentially introduce false mutations. To address this, we present Duplex-Repair, and show that it limits interior duplex base pair resynthesis by 8- to 464-fold, rescues the impact of induced DNA damage, and affords up to 8.9-fold more accurate duplex sequencing. Our study uncovers a major Achilles’ heel in sequencing and offers a solution to restore high accuracy.

Liquid biopsies are enabling minimally invasive monitoring and molecular profiling of diseases across medicine, but their sensitivity remains limited by the scarcity of cell-free DNA (cfDNA) in blood. Here, we report an intravenous priming agent that is given prior to a blood draw to increase the abundance of cfDNA in circulation. Our priming agent consists of nanoparticles that act on the cells responsible for cfDNA clearance to slow down cfDNA uptake. In tumor-bearing mice, this agent increases the recovery of circulating tumor DNA (ctDNA) by up to 60-fold and improves the sensitivity of a ctDNA diagnostic assay from 0% to 75% at low tumor burden. We envision that this priming approach will significantly improve the performance of liquid biopsies across a wide range of clinical applications in oncology and beyond.