Abstract Messenger RNA (mRNA) compartmentalization within the cytosol is well-recognized as a key mechanism of local translation-mediated regulation of protein levels, but whether such localization could be a means of exercising non-coding mRNA function is unknown. Here, we explore non-coding functions for mRNAs associated with focal adhesions (FAs), cellular structures responsible for mediating cell adhesion and response to changes in the extracellular matrix (ECM). Using high-throughput single molecule imaging and genomic profiling approaches, we find that mRNAs with distinct sequence characteristics localize to FAs in different human cell types. Notably, ∼85% of FA-mRNAs are not translationally active at steady state or under conditions of FA dissolution or activation. Untranslated mRNA sequences are anchored to FA based on their functional states by the RNA binding protein, G3BP1, forming biomolecular granules. Removing RNA or G3BP1, but not blocking new polypeptide synthesis, dramatically changes FA protein composition and organization, resulting in loss of cell contractility and cellular ability to adapt to changing ECM. We have therefor uncovered a novel, non-coding role for mRNAs as scaffolds to maintain FA structure and function, broadening our understating of noncanonical mRNA functions.

Three-dimensional (3D) genome organization becomes altered during development, aging, and disease1-23, but the factors regulating chromatin topology are incompletely understood and currently no technology can efficiently screen for new regulators of multiscale chromatin organization. Here, we developed an image-based high-content screening platform (Perturb-tracing) that combines pooled CRISPR screen, a new cellular barcode readout method (BARC-FISH), and chromatin tracing. We performed a loss-of-function screen in human cells, and visualized alterations to their genome organization from 13,000 imaging target-perturbation combinations, alongside perturbation-paired barcode readout in the same single cells. Using 1.4 million 3D positions along chromosome traces, we discovered tens of new regulators of chromatin folding at different length scales, ranging from chromatin domains and compartments to chromosome territory. A subset of the regulators exhibited 3D genome effects associated with loop-extrusion and A-B compartmentalization mechanisms, while others were largely unrelated to these known 3D genome mechanisms. We found that the ATP-dependent helicase CHD7, the loss of which causes the congenital neural crest syndrome CHARGE24 and a chromatin remodeler previously shown to promote local chromatin openness25-27, counter-intuitively compacts chromatin over long range in different genomic contexts and cell backgrounds including neural crest cells, and globally represses gene expression. The DNA compaction effect of CHD7 is independent of its chromatin remodeling activity and does not require other protein partners. Finally, we identified new regulators of nuclear architectures and found a functional link between chromatin compaction and nuclear shape. Altogether, our method enables scalable, high-content identification of chromatin and nuclear topology regulators that will stimulate new insights into the 3D genome functions, such as global gene and nuclear regulation, in health and disease.

Abstract Background Topologically associating domains (TADs) are important building blocks of three-dimensional genome architectures. The formation of TADs was shown to depend on cohesin in a loop-extrusion mechanism. Recently, advances in an image-based spatial genomics technique known as chromatin tracing led to the discovery of cohesin-independent TAD-like structures, also known as single-cell domains — highly variant self-interacting chromatin domains with boundaries that occasionally overlap with TAD boundaries but tend to differ among single cells and among single chromosome copies. Recent computational modeling studies suggest that epigenetic interactions may underlie the formation of the single-cell domains. Results Here we use chromatin tracing to visualize in female human cells the fine-scale chromatin folding of inactive and active X chromosomes, which are known to have distinct global epigenetic landscapes and distinct population-averaged TAD profiles, with inactive X chromosomes largely devoid of TADs and cohesin. We show that both inactive and active X chromosomes possess highly variant single-cell domains across the same genomic region despite the fact that only active X chromosomes show clear TAD structures at the population level. These X chromosome single-cell domains exist in distinct cell lines. Perturbations of major epigenetic components did not significantly affect the frequency or strength of the single-cell domains. Increased chromatin compaction of inactive X chromosomes occurs at a length scale above that of the single-cell domains. Conclusions In sum, this study suggests that single-cell domains are genome architecture building blocks independent of the tested major epigenetic components.

The three-dimensional architecture of the genome affects genomic functions. Multiple genome architectures at different length scales, including chromatin loops, domains, compartments, and regions associated with nuclear lamina and nucleoli, have been discovered. However, how these structures are arranged in the same cell and how they are correlated with each other in different cell types in mammalian tissue are largely unknown. Here, we developed Multiplexed Imaging of Nucleome Architectures that measures multiscale chromatin folding, copy numbers of numerous RNA species, and associations of numerous genomic regions with nuclear lamina, nucleoli and surface of chromosomes in the same, single cells. We applied this method in mouse fetal liver, and identified de novo cell-type-specific chromatin architectures associated with gene expression, as well as chromatin organization principles independent of cell type. Polymer simulation showed that both intra-chromosomal phase-separating interactions and extra-chromosomal interactions are necessary to establish the observed organization. Our experiments and modeling provide a multiscale and multi-faceted picture of chromatin folding and nucleome architectures in mammalian tissue and illustrate physical principles for maintaining chromatin organization.