The genome is extensively transcribed into long intergenic noncoding RNAs (lincRNAs), many of which are implicated in gene silencing. Potential roles of lincRNAs in gene activation are much less understood. Development and homeostasis require coordinate regulation of neighbouring genes through a process termed locus control. Some locus control elements and enhancers transcribe lincRNAs, hinting at possible roles in long-range control. In vertebrates, 39 Hox genes, encoding homeodomain transcription factors critical for positional identity, are clustered in four chromosomal loci; the Hox genes are expressed in nested anterior-posterior and proximal-distal patterns colinear with their genomic position from 3' to 5'of the cluster. Here we identify HOTTIP, a lincRNA transcribed from the 5' tip of the HOXA locus that coordinates the activation of several 5' HOXA genes in vivo. Chromosomal looping brings HOTTIP into close proximity to its target genes. HOTTIP RNA binds the adaptor protein WDR5 directly and targets WDR5/MLL complexes across HOXA, driving histone H3 lysine 4 trimethylation and gene transcription. Induced proximity is necessary and sufficient for HOTTIP RNA activation of its target genes. Thus, by serving as key intermediates that transmit information from higher order chromosomal looping into chromatin modifications, lincRNAs may organize chromatin domains to coordinate long-range gene activation.

Recruitment of the RNA polymerase II (Pol II) transcription initiation apparatus to promoters by specific DNA-binding transcription factors is well recognized as a key regulatory step in gene expression. We report here that promoter-proximal pausing is a general feature of transcription by Pol II in mammalian cells and thus an additional step where regulation of gene expression occurs. This suggests that some transcription factors recruit the transcription apparatus to promoters, whereas others effect promoter-proximal pause release. Indeed, we find that the transcription factor c-Myc, a key regulator of cellular proliferation, plays a major role in Pol II pause release rather than Pol II recruitment at its target genes. We discuss the implications of these results for the role of c-Myc amplification in human cancer.PaperClip/cms/asset/421e3324-9852-413f-ba12-cefbecf0f64a/mmc4.mp3Loading ...(mp3, 2.77 MB) Download audio

N6-methyl-adenosine (m6A) is the most abundant modification on messenger RNAs and is linked to human diseases, but its functions in mammalian development are poorly understood. Here we reveal the evolutionary conservation and function of m6A by mapping the m6A methylome in mouse and human embryonic stem cells. Thousands of messenger and long noncoding RNAs show conserved m6A modification, including transcripts encoding core pluripotency transcription factors. m6A is enriched over 3′ untranslated regions at defined sequence motifs and marks unstable transcripts, including transcripts turned over upon differentiation. Genetic inactivation or depletion of mouse and human Mettl3, one of the m6A methylases, led to m6A erasure on select target genes, prolonged Nanog expression upon differentiation, and impaired ESC exit from self-renewal toward differentiation into several lineages in vitro and in vivo. Thus, m6A is a mark of transcriptome flexibility required for stem cells to differentiate to specific lineages.

Genome conformation is central to gene control but challenging to interrogate. Here we present HiChIP, a protein-centric chromatin conformation method. HiChIP improves the yield of conformation-informative reads by over 10-fold and lowers the input requirement over 100-fold relative to that of ChIA-PET. HiChIP of cohesin reveals multiscale genome architecture with greater signal-to-background ratios than those of in situ Hi-C.

Noncoding RNAs (ncRNAs) function with associated proteins to effect complex structural and regulatory outcomes. To reveal the composition and dynamics of specific noncoding RNA-protein complexes (RNPs) in vivo, we developed comprehensive identification of RNA binding proteins by mass spectrometry (ChIRP-MS). ChIRP-MS analysis of four ncRNAs captures key protein interactors, including a U1-specific link to the 3′ RNA processing machinery. Xist, an essential lncRNA for X chromosome inactivation (XCI), interacts with 81 proteins from chromatin modification, nuclear matrix, and RNA remodeling pathways. The Xist RNA-protein particle assembles in two steps coupled with the transition from pluripotency to differentiation. Specific interactors include HnrnpK, which participates in Xist-mediated gene silencing and histone modifications but not Xist localization, and Drosophila Split ends homolog Spen, which interacts via the A-repeat domain of Xist and is required for gene silencing. Thus, Xist lncRNA engages with proteins in a modular and developmentally controlled manner to coordinate chromatin spreading and silencing.

Transcription initiation by RNA polymerase II (RNAPII) is thought to occur unidirectionally from most genes. Here, we present evidence of widespread divergent transcription at protein-encoding gene promoters. Transcription start site–associated RNAs (TSSa-RNAs) nonrandomly flank active promoters, with peaks of antisense and sense short RNAs at 250 nucleotides upstream and 50 nucleotides downstream of TSSs, respectively. Northern analysis shows that TSSa-RNAs are subsets of an RNA population 20 to 90 nucleotides in length. Promoter-associated RNAPII and H3K4-trimethylated histones, transcription initiation hallmarks, colocalize at sense and antisense TSSa-RNA positions; however, H3K79-dimethylated histones, characteristic of elongating RNAPII, are only present downstream of TSSs. These results suggest that divergent transcription over short distances is common for active promoters and may help promoter regions maintain a state poised for subsequent regulation.

The human long non-coding RNA TINCR binds to STAU1 and controls epidermal differentiation by stabilizing key differentiation mRNAs, by means of a TINCR-binding motif found enriched in epidermal differentiation genes. The human genome codes for thousands of long non-coding RNAs (lncRNAs), but their biological functions are mostly unknown. This study reports the identification and characterization of a 3.7-kilobase lncRNA, named TINCR (for terminal differentiation-induced ncRNA). TINCR controls epidermal differentiation by stabilizing the mRNA of an array of differentiation genes. A 25-nucleotide TINCR-binding motif is enriched in these epidermal differentiation genes. TINCR also combines with the RNA-binding protein staufen1 to form a complex that stabilizes differentiation transcripts via direct binding and other mechanisms yet to be identified. Several of the thousands of human long non-coding RNAs (lncRNAs) have been functionally characterized1,2,3,4; however, potential roles for lncRNAs in somatic tissue differentiation remain poorly understood. Here we show that a 3.7-kilobase lncRNA, terminal differentiation-induced ncRNA (TINCR), controls human epidermal differentiation by a post-transcriptional mechanism. TINCR is required for high messenger RNA abundance of key differentiation genes, many of which are mutated in human skin diseases, including FLG, LOR, ALOXE3, ALOX12B, ABCA12, CASP14 and ELOVL3. TINCR-deficient epidermis lacked terminal differentiation ultrastructure, including keratohyalin granules and intact lamellar bodies. Genome-scale RNA interactome analysis revealed that TINCR interacts with a range of differentiation mRNAs. TINCR–mRNA interaction occurs through a 25-nucleotide ‘TINCR box’ motif that is strongly enriched in interacting mRNAs and required for TINCR binding. A high-throughput screen to analyse TINCR binding capacity to approximately 9,400 human recombinant proteins revealed direct binding of TINCR RNA to the staufen1 (STAU1) protein. STAU1-deficient tissue recapitulated the impaired differentiation seen with TINCR depletion. Loss of UPF1 and UPF2, both of which are required for STAU1-mediated RNA decay, however, did not have differentiation effects. Instead, the TINCR–STAU1 complex seems to mediate stabilization of differentiation mRNAs, such as KRT80. These data identify TINCR as a key lncRNA required for somatic tissue differentiation, which occurs through lncRNA binding to differentiation mRNAs to ensure their expression.

The single-stranded nature of RNAs synthesized in the cell gives them great scope to form different structures, but current methods to measure RNA structure in vivo are limited; now, a new methodology allows researchers to examine all four nucleotides in mouse embryonic stem cells. The single-stranded nature of cellular RNAs allows them flexibility to adopt different secondary structures that can affect their function. However, current methods of measuring RNA structure in vivo are limited. Two papers published in this week's issue of Nature present new techniques to address this gap. Howard Chang and colleagues have exploited a click methodology that enables the first global view of RNA secondary structures in living cells for all four bases. While some structures are stable and seem to be programmed by sequence, others are dynamic, reflecting the binding of proteins or modification of the bases. This method may allow RNA to be analysed in vivo from a structural genomics perspective. In the second study, Jernej Ule and colleagues have developed a method, hiCLIP, to specifically measure RNA structures bound by proteins. Various features are observed, such as a preference for intramolecular interactions and an under-representation of structures in coding regions. The results confirm that RNA structure is able to regulate gene expression. While the functional significance is not known, it is notable that SNPs are not present at the expected frequency in coding regions. Visualizing the physical basis for molecular behaviour inside living cells is a great challenge for biology. RNAs are central to biological regulation, and the ability of RNA to adopt specific structures intimately controls every step of the gene expression program1. However, our understanding of physiological RNA structures is limited; current in vivo RNA structure profiles include only two of the four nucleotides that make up RNA2,3. Here we present a novel biochemical approach, in vivo click selective 2′-hydroxyl acylation and profiling experiment (icSHAPE), which enables the first global view, to our knowledge, of RNA secondary structures in living cells for all four bases. icSHAPE of the mouse embryonic stem cell transcriptome versus purified RNA folded in vitro shows that the structural dynamics of RNA in the cellular environment distinguish different classes of RNAs and regulatory elements. Structural signatures at translational start sites and ribosome pause sites are conserved from in vitro conditions, suggesting that these RNA elements are programmed by sequence. In contrast, focal structural rearrangements in vivo reveal precise interfaces of RNA with RNA-binding proteins or RNA-modification sites that are consistent with atomic-resolution structural data. Such dynamic structural footprints enable accurate prediction of RNA–protein interactions and N6-methyladenosine (m6A) modification genome wide. These results open the door for structural genomics of RNA in living cells and reveal key physiological structures controlling gene expression.

The human endogenous retrovirus HERVK is normally silenced, but here the surprising discovery is made that in early human embryo development it is expressed, producing retroviral-like particles. The open reading frames encoded by the human endogenous retrovirus HERVK are normally transcriptionally silenced. Joanna Wysocka and colleagues report that HERVK is expressed during early human embryo development from the eight-cell stage to the pre-implantation epiblast, leading to the production of retrovirus-like particles. They further show that the process of human embryonic stem cell derivation silences HERVK expression, and that in pluripotent cells an HERVK accessory protein (Rec) can bind cellular RNAs and appears to induce an antiviral defence response. Endogenous retroviruses (ERVs) are remnants of ancient retroviral infections, and comprise nearly 8% of the human genome1. The most recently acquired human ERV is HERVK(HML-2), which repeatedly infected the primate lineage both before and after the divergence of the human and chimpanzee common ancestor2,3. Unlike most other human ERVs, HERVK retained multiple copies of intact open reading frames encoding retroviral proteins4. However, HERVK is transcriptionally silenced by the host, with the exception of in certain pathological contexts such as germ-cell tumours, melanoma or human immunodeficiency virus (HIV) infection5,6,7. Here we demonstrate that DNA hypomethylation at long terminal repeat elements representing the most recent genomic integrations, together with transactivation by OCT4 (also known as POU5F1), synergistically facilitate HERVK expression. Consequently, HERVK is transcribed during normal human embryogenesis, beginning with embryonic genome activation at the eight-cell stage, continuing through the emergence of epiblast cells in preimplantation blastocysts, and ceasing during human embryonic stem cell derivation from blastocyst outgrowths. Remarkably, we detected HERVK viral-like particles and Gag proteins in human blastocysts, indicating that early human development proceeds in the presence of retroviral products. We further show that overexpression of one such product, the HERVK accessory protein Rec, in a pluripotent cell line is sufficient to increase IFITM1 levels on the cell surface and inhibit viral infection, suggesting at least one mechanism through which HERVK can induce viral restriction pathways in early embryonic cells. Moreover, Rec directly binds a subset of cellular RNAs and modulates their ribosome occupancy, indicating that complex interactions between retroviral proteins and host factors can fine-tune pathways of early human development.