Here, a combination of biophysical measurement, modelling, and genetic and experimental manipulation of cell contractile components is used to analyse the formation of the inner cell mass in the early mouse embryo. How cells in mouse blastocyst sort themselves out to generate the inner cell mass, and how the embryos respond to manipulation during early development remain unexplained. Previous studies have indicated the importance of differential cell adhesion or oriented cell division along an apical–basal axis in the sorting phenomenon. Jean-Léon Maître et al. use a combination of biophysical measurement, modelling and both genetic and experimental manipulation of contractile components to analyse inner cell mass formation in the early mouse embryo. They suggest that cell polarization generates cells of different contractilities, which trigger their sorting to inner and outer position. The contractile forces are shown to modulate the sub-cellular localization of Yap, a transcriptional regulator known to influence cell fate. During pre-implantation development, the mammalian embryo self-organizes into the blastocyst, which consists of an epithelial layer encapsulating the inner-cell mass (ICM) giving rise to all embryonic tissues1. In mice, oriented cell division, apicobasal polarity and actomyosin contractility are thought to contribute to the formation of the ICM2,3,4,5. However, how these processes work together remains unclear. Here we show that asymmetric segregation of the apical domain generates blastomeres with different contractilities, which triggers their sorting into inner and outer positions. Three-dimensional physical modelling of embryo morphogenesis reveals that cells internalize only when differences in surface contractility exceed a predictable threshold. We validate this prediction using biophysical measurements, and successfully redirect cell sorting within the developing blastocyst using maternal myosin (Myh9)-knockout chimaeric embryos. Finally, we find that loss of contractility causes blastomeres to show ICM-like markers, regardless of their position. In particular, contractility controls Yap subcellular localization6, raising the possibility that mechanosensing occurs during blastocyst lineage specification. We conclude that contractility couples the positioning and fate specification of blastomeres. We propose that this ensures the robust self-organization of blastomeres into the blastocyst, which confers remarkable regulative capacities to mammalian embryos.

The making of a lumen During the early days of mammalian development, the formation and positioning of a fluid-filled lumen, the blastocoel, defines the first axis of embryo symmetry. Dumortier et al. describe how a blastocoel lumen arises from the hydraulic fracturing of cell-cell contacts into hundreds of micrometer-size water pockets that then form a single large lumen (see the Perspective by Arroyo and Trepat). The authors characterized the process of lumen formation mechanically and molecularly and were able to manipulate the first axis of symmetry of the mammalian embryo experimentally. Thus, fluid dynamics plays a key role in the embryo and may play a similar role in the formation of other biological cavities. Science , this issue p. 465 ; see also p. 442

The shaping of the human embryo begins with compaction, during which cells come into close contact and form a tighter structure 1,2 . Assisted reproductive technology (ART) studies suggest that human embryos fail compaction primarily because of defective adhesion 3,4 . Based on our current understanding of animal morphogenesis 5,6 , other morphogenetic engines, such as cell contractility, could be involved in shaping the human embryo. However, the molecular, cellular and physical mechanisms driving human embryo morphogenesis remain uncharacterized. Using micropipette aspiration on human embryos donated to research, we have mapped cell surface tensions during compaction. This reveals a 4-fold increase of tension at the cellmedium interface while cell-cell contacts keep a steady tension. Comparison between human and mouse reveals qualitatively similar but quantitively different mechanical strategies, with human embryos being mechanically least efficient. Inhibition of cell contractility and cell-cell adhesion in human embryos reveal that only contractility controls the surface tension responsible for compaction. Interestingly, if both cellular processes are required for compaction, they exhibit distinct mechanical signatures when faulty. Analyzing the mechanical signature of naturally failing embryos, we find evidence that non-compacting embryos or partially compacting embryos with excluded cells have defective contractility. Together, our study reveals that an evolutionarily conserved increase in cell contractility is required to generate the forces driving the first morphogenetic movement shaping the human body.

Fluid-filled biological cavities are ubiquitous, but their collective dynamics has remained largely unexplored from a physical perspective. Based on experimental observations in early embryos, we propose a model where a cavity forms through the coarsening of myriad of pressurized micrometric lumens, that interact by ion and fluid exchanges through the intercellular space. Performing extensive numerical simulations, we find that hydraulic fluxes lead to a self-similar coarsening of lumens in time, characterized by a robust dynamic scaling exponent. The collective dynamics is primarily controlled by hydraulic fluxes, which stem from lumen pressures differences and are dampened by water permeation through the membrane. Passive osmotic heterogeneities play, on the contrary, a minor role on cavity formation but active ion pumping can largely modify the coarsening dynamics: it prevents the lumen network from a collective collapse and gives rise to a novel coalescence-dominated regime exhibiting a distinct scaling law. Interestingly, we prove numerically that spatially biasing ion pumping may be sufficient to position the cavity, suggesting a novel mode of symmetry breaking to control tissue patterning. Providing generic testable predictions, our model forms a comprehensive theoretical basis for hydro-osmotic interaction between biological cavities, that shall find wide applications in embryo and tissue morphogenesis.

Membrane tension is thought to be a long-range integrator of cell physiology. This role necessitates effective tension transmission across the cell. However, the field remains strongly divided as to whether cell membranes support or resist tension propagation, in part due to a lack of adequate tools for locally manipulating membrane tension. We overcome these limitations by leveraging optogenetics to generate localized actinbased protrusions while concurrently monitoring the propagation of membrane tension using dual-trap optical tweezers. Surprisingly, actin-driven protrusions elicit rapid global membrane tension propagation with little to no attenuation, while forces applied to the cell membrane only do not. We present a simple unifying mechanical model in which mechanical forces that act on both the membrane and actin cortex drive rapid, robust membrane tension propagation. Summary Mechanical perturbations acting on both actin cortex and plasma membrane drive global membrane tension increase within seconds

Abstract Although it has been studied for more than a century, the question of how one cell divides into two equal parts is still not fully resolved. Zygotes have provided much of the mechanistic insight into how the mitotic apparatus finds the center of the cell since the centrally-located mitotic apparatus is created from a large sperm aster that forms at the cortex and thus far from the zygote center. Here we show that in ascidians, the sperm aster extends throughout the cytoplasm during interphase yet remains located near the cortex and does not migrate towards the zygote center. It is only at mitotic entry, when the sperm aster has duplicated and the mitotic apparatus is being assembled, that most of the migration and centration occurs. This temporal pattern of centration behavior is mirrored by primate zygotes (including human). The current mechanisms of aster centration include cytoplasmic pulling that scale with microtubule (MT) length, MT pushing against the proximal cortex or MT-based cortical pulling. However, it is not yet known whether and how these 3 mechanisms are coordinated to prevent aster migration during interphase and trigger migration at mitotic entry. By monitoring quantitatively all three mechanisms (cytoplasmic pulling, pushing and cortical pulling) we have discovered that cortical pulling is switched off as the zygote enters mitosis while both cytoplasmic pulling and proximal cortical pushing remain active. Physical simulations could recapitulate both the static and migratory aspects of sperm aster and mitotic apparatus behavior. We therefore surmise that the reduction in cortical pulling at mitotic entry represents a switch that allows proximal cortical pushing forces and cytoplasmic pulling forces to center the nascent mitotic apparatus. Graphical abstract Highlights Sperm aster/mitotic apparatus centration occurs at entry into first mitosis MT-based cortical pulling is active during interphase and switched off at mitotic entry Loss of cortical pulling at mitosis entry facilitates centration of the aster MT-based cytoplasmic pulling is active during both interphase and mitosis Agent-based simulations advocate the need for cytoplasmic pulling, a switch in cortical pulling and a minor role of pushing for aster centration at mitotic entry.

Summary Embryo shape is governed by the mechanics of individual cells, the strength of intercellular interactions, and geometrical constraints. Models in which cells interact through surface tensions successfully predict cell arrangement within aggregates. However, predicting cell shape dynamics remains challenging because of difficulties in measuring temporal changes in tensions. Here, we dissect the spatiotemporal changes in cellular surface tensions that sculpt the early nematode embryo, using AFM measurements and inverse modeling. We validate a hybrid tension inference pipeline that combines dynamic information from cell geometry and cortical myosin enrichment. The inferred spatiotemporal tensions allow prediction of morphogenesis in wild-type embryos as well as phenotypic changes arising from protein depletion. We further uncover a direct and non-affine contribution of cadherins to cell contact tensions, whose magnitude is comparable to cadherins’ indirect contribution via actomyosin regulation. Overall, our inference pipeline allows characterization of the forces underlying morphogenesis and their relationship to molecular processes. Highlights P lineage cells have lower cortical tensions than AB lineage cells The balance between cortical and cell-cell interfacial tensions determines, together with the confinement within the eggshell, the shape of the C. elegans embryo. Abundance of Myosin-II is a good predictor of cortical tension but is not sufficient to determine tension at cell-cell contacts. Myosin-informed tension inference allows determination of the spatiotemporal evolution of all surface tensions within the embryo. Cadherins contribute non-linearly to tension at cell-cell contacts. Open Access For the purpose of Open Access, the author has applied a CC BY public copyright license to any Author Accepted Manuscript version arising from this submission.

During mouse preimplantation development, the formation of the blastocoel, a fluid-filled lumen, breaks the radial symmetry of the blastocyst. What controls the formation and positioning of this basolateral lumen remains obscure. We find that accumulation of pressurized fluid fractures cell-cell contacts into hundreds of micron-size lumens. Microlumens eventually discharge their volumes into a single dominant lumen, which we model as a process akin to Ostwald ripening, underlying the coarsening of foams. Using chimeric mutant embryos, we tune the fracking of cell-cell contacts and steer the coarsening of microlumens, allowing us to successfully manipulate the final position of the lumen. We conclude that hydraulic fracture of cell-cell contacts followed by directed coarsening of microlumens sets the first axis of symmetry of the mouse embryo.