Skin scarring, the end result of adult wound healing, is detrimental to tissue form and function. Engrailed-1 lineage-positive fibroblasts (EPFs) are known to function in scarring, but Engrailed-1 lineage-negative fibroblasts (ENFs) remain poorly characterized. Using cell transplantation and transgenic mouse models, we identified a dermal ENF subpopulation that gives rise to postnatally derived EPFs by activating Engrailed-1 expression during adult wound healing. By studying ENF responses to substrate mechanics, we found that mechanical tension drives Engrailed-1 activation via canonical mechanotransduction signaling. Finally, we showed that blocking mechanotransduction signaling with either verteporfin, an inhibitor of Yes-associated protein (YAP), or fibroblast-specific transgenic YAP knockout prevents Engrailed-1 activation and promotes wound regeneration by ENFs, with recovery of skin appendages, ultrastructure, and mechanical strength. This finding suggests that there are two possible outcomes to postnatal wound healing: a fibrotic response (EPF-mediated) and a regenerative response (ENF-mediated).

Regeneration is the holy grail of tissue repair, but skin injury typically yields fibrotic, non-functional scars. Developing pro-regenerative therapies requires rigorous understanding of the molecular progression from injury to fibrosis or regeneration. Here, we report the divergent molecular events driving skin wound cells toward scarring or regenerative fates. We profile scarring versus YAP-inhibition-induced wound regeneration at the transcriptional (single-cell RNA sequencing), protein (timsTOF proteomics), and tissue (extracellular matrix ultrastructural analysis) levels. Using cell-surface barcoding, we integrate these data to reveal fibrotic and regenerative "molecular trajectories" of healing. We show that disrupting YAP mechanotransduction yields regenerative repair by fibroblasts with activated Trps1 and Wnt signaling. Finally, via in vivo gene knockdown and overexpression in wounds, we identify Trps1 as a key regulatory gene that is necessary and partially sufficient for wound regeneration. Our findings serve as a multi-omic map of wound regeneration and could have therapeutic implications for pathologic fibroses.

Abstract CXC chemokine ligand 12 (CXCL12; stromal cell-derived factor 1 [SDF-1]), primarily known for its role in embryogenesis and hematopoiesis, has also been implicated in tumor biology and neovascularization. However, its specific role and mechanism of action remain poorly understood. We previously demonstrated that CXCL12 expression is Hypoxia-Inducible Factor (HIF)-1 responsive. Here we use a conditional CXCL12 knockout mouse to show that endothelial-specific deletion of CXCL12 (eKO) does not affect embryogenesis, but reduces the survival of ischemic tissue, altering tissue repair and tumor progression. Loss of vascular endothelial CXCL12 disrupts endothelial – fibroblast crosstalk necessary for stromal growth and vascularization. Single-cell gene expression analysis in combination with a parabiosis model reveals a specific population of non-inflammatory circulating cells, defined by genes regulating neovascularization, which is recruited by endothelial CXCL12. These findings indicate an essential role for endothelial CXCL12 expression during the adult neovascular response in tissue injury and tumor progression.

Summary Regeneration is the “holy grail” of tissue repair, but skin injury typically yields fibrotic, non-functional scars. Developing pro-regenerative therapies requires rigorous understanding of the molecular progression from injury to fibrosis or regeneration. Here, we report the divergent molecular events driving skin wound cells toward either scarring or regenerative fates. We profile scarring versus YAP inhibition-induced wound regeneration at the transcriptional (single-cell RNA-sequencing), protein (timsTOF proteomics), and tissue (extracellular matrix ultrastructural analysis) levels. Using cell surface barcoding, we integrate these data to reveal fibrotic and regenerative “molecular trajectories” of healing. We show that disrupting YAP mechanical signaling yields regenerative repair orchestrated by fibroblasts with activated Trps1 and Wnt signaling. Our findings serve as a multimodal map of wound regeneration and could have therapeutic implications for pathologic fibroses.

Abstract For decades, it has been assumed that the foreign body response (FBR) to biomedical implants is primarily a reaction to the chemical and mechanical properties of the implant. Here, we show for the first time that a third independent variable, allometric tissue-scale forces (which increase exponentially with body size), can drive the biology of FBR in humans. We first demonstrate that pathological FBR in humans is mediated by immune cell-specific Rac2 mechanotransduction signaling, independent of implant chemistry or mechanical properties. We then show that mice, which are typically poor models of human FBR, can be made to induce a strikingly human-like pathological FBR by altering these extrinsic tissue forces. Altering these extrinsic tissue forces alone activates Rac2 signaling in a unique subpopulation of immune cells and results in a human-like pathological FBR at the molecular, cellular, and local tissue levels. Finally, we demonstrate that blocking Rac2 signaling negates the effect of increased tissue forces, dramatically reducing FBR. These findings highlight a previously unsuspected mechanism for pathological FBR and may have profound implications for the design and safety of all implantable devices in humans. One-Sentence Summary Allometric tissue-scale forces at the implant-tissue interface drive pathological foreign body response.

Abstract Chronic non-healing wounds represent a major source of morbidity for patients and a significant economic burden. Current wound care treatments are generally passive and are unable to adapt to changes in the wound environment in real time. By integrating multimodal sensors and adding stimulators in a bandage, real-time physiological monitoring is possible and provides an opportunity for active intervention into the complex wound environment. Here, we develop a battery-free flexible bioelectronic system consisting of wirelessly powered, closed-loop sensing and stimulation circuits with tissue-interfacing tough conducting hydrogel electrodes for robust signal transduction, on-demand adhesion, and detachment. Using multiple pre-clinical models, we demonstrate the capability of our wound care system to continuously monitor skin impedance and temperature, to trigger directional electrical stimulation. The accelerated wound closure was confirmed to be due to the activation of pro-regenerative genes linked to accelerated wound closure, increased neovascularization, and enhanced dermal recovery.

Abstract Intrinsically stretchable bioelectronic devices based on soft and conducting organic materials have been regarded as the ideal interface for seamless and biocompatible integration with the human body. However, the grand challenge remains for the conducting polymer to possess both high mechanical ductility and good electrical conduction at cellular level feature sizes. This longstanding material limitation in organic bioelectronics has impeded the full exploitation of its unique benefits. Here, we introduce a new molecular engineering strategy based on rationally designed topological supramolecular networks, which allows effective decoupling of competing effects from multiple molecular building blocks to meet complex requirements. We achieve two orders of magnitude improvement in the conductivity under 100% strain in physiological environment, along with the capability for direct photopatterning down to 2 μm. These unprecedented capabilities allow us to realize previously inaccessible bioelectronic applications including high-resolution monitoring of ‘soft and malleable’ creatures, e.g., octopus, and localized neuromodulation down to single nucleus precision for controlling organ-specific activities through delicate tissues, e.g., brainstem.

Abstract Chronic wounds impose a significant healthcare burden to a broad patient population. Cell based therapies, while having shown benefits for the treatment of chronic wounds, have not achieved widespread adoption into clinical practice. Here, we developed a novel CRISPR/Cas9 approach to precisely edit dendritic cells (DCs) to enhance their therapeutic potential for healing chronic wounds. Using single-cell RNA sequencing (scRNA-seq) of tolerogenic DCs, we discover N-myc downregulated gene 2 ( Ndrg2 ), which marks a specific population of DC progenitors, as a promising target for CRISPR knockout (KO). Ndrg2 -KO alters the transcriptomic profile of DCs and preserves an immature cell state with a strong, pro-angiogenic and regenerative capacity. We then incorporated our CRISPR-based cell engineering within a hydrogel technology for in vivo cell delivery and developed a highly effective translational approach for DC based immunotherapy that accelerated healing of full-thickness wounds in both non-diabetic and diabetic mouse models. These findings could open the door to future clinical trials using safe gene editing in DCs for treating various types of chronic wounds.

In the skin, tissue injury results in fibrosis in the form of scars composed of dense extracellular matrix deposited by fibroblasts. The therapeutic goal of regenerative wound healing has remained elusive in part because principles of fibroblast programming and adaptive response to injury remain incompletely understood. Here, we present a multimodal -omics platform for the comprehensive study of cell populations in complex tissue, which has allowed us to characterize the cells involved in wound healing across both time and space. We employ a stented wound model that recapitulates human tissue repair kinetics and multiple Rainbow transgenic lines to precisely track fibroblast fate during the physiologic response to injury. Through integrated analysis of single cell chromatin landscapes and gene expression states, coupled with spatial transcriptomic profiling, we are able to impute fibroblast epigenomes with temporospatial resolution. This has allowed us to define the mechanisms controlling cell fate during migration, proliferation, and differentiation following tissue injury and thereby reexamine the canonical phases of wound healing. These findings have broad implications for the study of tissue repair in complex organ systems.

While past studies have suggested that plasticity exists between dermal fibroblasts and adipocytes, it remains unknown whether fat actively contributes to fibrosis in scarring. We show that adipocytes convert to scar-forming fibroblasts in response to Piezo -mediated mechanosensing to drive wound fibrosis. We establish that mechanics alone are sufficient to drive adipocyte-to- fibroblast conversion. By leveraging clonal-lineage-tracing in combination with scRNA-seq, Visium, and CODEX, we define a "mechanically naïve" fibroblast-subpopulation that represents a transcriptionally intermediate state between adipocytes and scar-fibroblasts. Finally, we show that Piezo1 or Piezo2 -inhibition yields regenerative healing by preventing adipocytes' activation to fibroblasts, in both mouse-wounds and a novel human-xenograft-wound model. Importantly, Piezo1 -inhibition induced wound regeneration even in pre-existing established scars, a finding that suggests a role for adipocyte-to-fibroblast transition in wound remodeling, the least-understood phase of wound healing. Adipocyte-to-fibroblast transition may thus represent a therapeutic target for minimizing fibrosis via Piezo -inhibition in organs where fat contributes to fibrosis.