ABSTRACT To build complex genetic networks with predictable behaviours, synthetic biologists use libraries of modular parts that can be characterized in isolation and assembled together to create programmable higher-order functions. Characterization experiments and computational models for gene regulatory parts operating in isolation are routinely employed to predict the dynamics of interconnected parts and guide the construction of new synthetic devices. Here, we individually characterize two modes of RNA-based transcriptional regulation, using small transcription activating RNAs (STARs) and CRISPR interference (CRISPRi), and show how their distinct regulatory timescales can be used to engineer a composed feedforward loop that creates a pulse of gene expression. We use a cell-free transcription-translation system (TXTL) to rapidly characterize the system, and we apply Bayesian inference to extract kinetic parameters for an ODE-based mechanistic model. We then demonstrate in simulation and verify with TXTL experiments that the simultaneous regulation of a single gene target with STARs and CRISPRi leads to a pulse of gene expression. Our results suggest the modularity of the two regulators in an integrated genetic circuit, and we anticipate that construction and modeling frameworks that can leverage this modularity will become increasingly important as synthetic circuits increase in complexity.

ABSTRACT The rise of antibiotic-resistant bacteria represents a major threat to global health, creating an urgent need to discover new antibiotics. Natural products derived from the genus Streptomyces represent a rich and diverse repertoire of chemical molecules from which new antibiotics are likely to be found. However, a major challenge is that the biosynthetic gene clusters (BGCs) responsible for natural product synthesis are often poorly expressed under laboratory culturing conditions, thus preventing isolation and screening of novel chemicals. To address this, we describe a novel approach to activate silent BGCs through rewiring endogenous regulation using synthetic gene regulators based upon CRISPR-Cas. First, we create CRISPR interference (CRISPRi) and CRISPR activation (CRISPRa) systems that allow for highly programmable and effective gene repression and activation in Streptomyces . We then harness these tools to activate a silent BGC through perturbing its endogenous regulatory network. Together, this work advances the synthetic regulatory toolbox for Streptomyces and facilitates the programmable activation of silent BGCs for novel chemical discovery.

A longstanding goal of synthetic biology has been the programmable control of cellular functions. Central to this goal is the creation of versatile regulatory toolsets that allow for programmable control of gene expression. Of the many regulatory molecules available, RNA regulators offer the intriguing possibility of de novo design, allowing for the bottom-up molecular-level design of genetic control systems. Here we present a computational design approach for the creation of a bacterial regulator called Small Transcription Activating RNAs (STARs) and create a library of high-performing and orthogonal STARs that achieve up to ~9000-fold gene activation. We then demonstrate the versatility of RNA-based transcription control by showing the broad utility of STARs, from acting synergistically with existing constitutive and inducible regulators, to reprogramming cellular phenotypes and controlling multigene metabolic pathway expression. Finally, we combine these new STARs with themselves and CRISPRi transcriptional repressors to deliver new types of RNA-based genetic circuitry that allow for sophisticated and temporal control of gene expression.

We describe a synthetic genetic circuit for controlling asymmetric cell division in E. coli in which a progenitor cell creates a differentiated daughter cell while retaining its original phenotype. Specifically, we engineered an inducible system that can bind and segregate plasmid DNA to a single position in the cell. Upon cell division, co-localized plasmids are kept by one and only one of the daughter cells. The other daughter cell receives no plasmid DNA and is hence irreversibly differentiated from its sibling. In this way, we achieved asymmetric cell division through asymmetric plasmid partitioning. We then used this system to achieve physical separation of genetically distinct cells by tying motility to differentiation. Finally, we characterized an orthogonal inducible circuit that enables the simultaneous asymmetric partitioning of two plasmid species, resulting in cells that have four distinct differentiated states. These results point the way towards engineering multicellular systems from prokaryotic hosts.

Synthetic biology based diagnostic technologies have improved upon gold standard diagnostic methodologies by decreasing cost, increasing accuracy, and enhancing portability. However there has been little effort in adapting these technologies towards applications related to point-of-use monitoring of plant and crop health. Here, we take a step towards this vision by developing an approach that couples isothermal amplification of specific plant pathogen genomic sequences with customizable synthetic RNA regulators that are designed to trigger the production of a colorimetric output in cell-free gene expression reactions. We demonstrate our system can sense viral derived sequences with high-sensitivity and specificity, and can be utilized to directly detect viruses from infected plant material. Furthermore, we demonstrate that the entire system can operate using only body heat and naked-eye visual analysis of outputs. We anticipate these strategies to be important components of user-friendly and deployable diagnostic systems that can be configured to detect a range of important plant pathogens.

Synthetic perturbation of gene expression is central to our ability to reliably uncover genotype-phenotype relationships in microbes. Here, we present a novel gene transcription activation strategy that uses the Vibrio cholerae CRISPR-Associated Transposon (CAST) system to selectively insert promoter elements upstream of genes of interest. Through this strategy, we show robust activation of both recombinant and endogenous genes across the E. coli chromosome. We then demonstrate precise tuning of expression levels by exchanging the promoter elements being inserted. Finally, we demonstrate that CAST activation can be used to synthetically induce ampicillin-resistant phenotypes in E. coli.

ABSTRACT Individual RNA remains a challenging signal to synthetically transduce into different types of cellular information. Here, we describe Ribozyme-ENabled Detection of RNA (RENDR), a plug-and-play strategy that uses cellular transcripts to template the assembly of split ribozymes, triggering splicing reactions that generate orthogonal protein outputs. To identify split ribozymes that require templating for splicing, we used laboratory evolution to evaluate the activities of different split variants of the Tetrahymena thermophila ribozyme. The best design delivered a 93-fold dynamic range of splicing with RENDR controlling fluorescent protein production in response to an RNA input. We resolved a thermodynamic model to guide RENDR design, showed how input signals can be transduced into diverse visual, chemical, and regulatory outputs, and used RENDR to detect an antibiotic resistance phenotype in bacteria. This work shows how transcriptional signals can be monitored in situ using RNA synthetic biology and converted into different types of biochemical information.

Abstract Enzymes that produce volatile metabolites can be coded into genetic circuits to report non-disruptively on microbial behaviors in hard-to-image soils. However, these enzyme reporters remain challenging to apply in gene transfer studies due to leaky off states that can lead to false positives. To overcome this problem, we designed a reporter that uses ribozyme-mediated gene-fragment complementation of a methyl halide transferase (MHT) to regulate the synthesis of methyl halides. We split the mht gene into two non-functional fragments and attached these to a pair of splicing ribozyme fragments. While the individual mht -ribozyme fragments did not produce methyl halides when transcribed alone in Escherichia coli , co-expression resulted in a spliced transcript that translated the MHT reporter. When cells containing one mht -ribozyme fragment transcribed from a mobile plasmid were mixed with cells that transcribed the second mht -ribozyme fragment, methyl halides were only detected following rare conjugation events. When conjugation was performed in soil, it led to a 16-fold increase in methyl halides in the soil headspace. These findings show how ribozyme-mediated gene-fragment complementation can achieve tight control of protein reporter production, a level of control that will be critical for monitoring the effects of soil conditions on gene transfer and the fidelity of biocontainment measures developed for environmental applications.

RNA regulators are emerging as powerful tools to engineer synthetic genetic networks or rewire existing ones. A potential strength of RNA networks is that they may be able to propagate signals on timescales that are set by the fast degradation rates of RNAs. However, a current bottleneck to verifying this potential is the slow design-build-test cycle of evaluating these networks in vivo. Here we adapt an Escherichia coli-based cell- free transcription-translation (TX-TL) system for rapidly prototyping RNA networks. We used this system to measure the response time of an RNA transcription cascade to be approximately five minutes per step of the cascade. We also show that this response time can be adjusted with temperature and regulator threshold response tuning. Finally we use TX-TL to prototype a new RNA network, an RNA single input module, and show that this network temporally stages the expression of two genes in vivo. Now published as: ACS Synthetic Biology doi:10.1021/sb400206c