Abstract During eukaryotic transcription, RNA polymerases must initiate and pause within a crowded, complex environment, surrounded by nucleosomes and other transcriptional activity. This environment creates a spatial arrangement along individual chromatin fibers ripe for both competition and coordination, yet these relationships remain largely unknown owing to the inherent limitations of traditional structural and sequencing methodologies. To address these limitations, we employed long-read chromatin fiber sequencing (Fiber-seq) to visualize RNA polymerases within their native chromatin context at single-molecule and near single-nucleotide resolution along up to 30 kb fibers. We demonstrate that Fiber-seq enables the identification of single-molecule RNA Polymerase (Pol) II and III transcription associated foot-prints, which, in aggregate, mirror bulk short-read sequencing-based measurements of transcription. We show that Pol II pausing destabilizes downstream nucleosomes, with frequently paused genes maintaining a short-term memory of these destabilized nucleosomes. Furthermore, we demonstrate pervasive direct coordination and anti-coordination between nearby Pol II genes, Pol III genes, transcribed enhancers, and insulator elements. This coordination is largely limited to spatially organized elements within 5 kb of each other, implicating short-range chromatin environments as a predominant determinant of coordinated polymerase initiation. Overall, transcription initiation reshapes surrounding nucleosome architecture and coordinates nearby transcriptional machinery along individual chromatin fibers.

Single-molecule chromatin fiber sequencing is based on the single-nucleotide resolution identification of DNA N6-methyladenine (m6A) along individual sequencing reads. We present fibertools, a semi-supervised convolutional neural network that permits the fast and accurate identification of both endogenous and exogenous m6A-marked bases using single-molecule long-read sequencing. Fibertools enables highly accurate (>90% precision and recall) m6A identification along multi-kilobase DNA molecules with a ~1,000-fold improvement in speed and the capacity to generalize to new sequencing chemistries.

Summary The focal attachment of the kinetochore to the centromere core is essential for genome maintenance, yet the highly repetitive nature of human centromeres limits our understanding of their chromatin organization. We demonstrate that single-molecule chromatin fiber sequencing can uniquely resolve chromatin organization within centromeres at single-molecule and single-nucleotide resolution. We find that the centromere core contains a dichotomous chromatin organization not found elsewhere in the genome, which is characterized by highly accessible chromatin patches heterogeneously punctuated amongst tightly compacted nucleosome arrays. These highly accessible chromatin patches correspond to sites of kinetochore attachment, and clustered CENP-B occupancy within these patches phase nucleosome arrays to the alpha-satellite repeat. This dichotomous chromatin organization is conserved among humans despite the marked divergence of the underlying alpha-satellite organization and is similarly conserved in gibbon centromeres that lack alpha-satellite repeats, indicating that functional conservation within centromeres is mediated at the level of chromatin, not DNA sequence. Highlights Dichotomous accessible and compacted chromatin (dichromatin) marks centromere cores Highly accessible chromatin patches punctuate sites of kinetochore attachment Dichromatin can form irrespective of CENP-B occupancy Conservation within centromeres is mediated at the level of chromatin, not DNA

Transcript sequencing of patient derived samples has been shown to improve the diagnostic yield for solving cases of likely Mendelian disorders, yet the added benefit of full-length long-read transcript sequencing is largely unexplored.We applied short-read and full-length isoform cDNA sequencing and mitochondrial functional studies to a patient-derived fibroblast cell line from an individual with neuropathy that previously lacked a molecular diagnosis.We identified an intronic homozygous MFN2 c.600-31T>G variant that disrupts a branch point critical for intron 6 spicing. Full-length long-read isoform cDNA sequencing after treatment with a nonsense-mediated mRNA decay (NMD) inhibitor revealed that this variant creates five distinct altered splicing transcripts. All five altered splicing transcripts have disrupted open reading frames and are subject to NMD. Furthermore, a patient-derived fibroblast line demonstrated abnormal lipid droplet formation, consistent with MFN2 dysfunction. Although correctly spliced full-length MFN2 transcripts are still produced, this branch point variant results in deficient MFN2 protein levels and autosomal recessive Charcot-Marie-Tooth disease, axonal, type 2A (CMT2A).This case highlights the utility of full-length isoform sequencing for characterizing the molecular mechanism of undiagnosed rare diseases and expands our understanding of the genetic basis for CMT2A.

Resolving the molecular basis of a Mendelian condition (MC) remains challenging owing to the diverse mechanisms by which genetic variants cause disease. To address this, we developed a synchronized long-read genome, methylome, epigenome, and transcriptome sequencing approach, which enables accurate single-nucleotide, insertion-deletion, and structural variant calling and diploid de novo genome assembly, and permits the simultaneous elucidation of haplotype-resolved CpG methylation, chromatin accessibility, and full-length transcript information in a single long-read sequencing run. Application of this approach to an Undiagnosed Diseases Network (UDN) participant with a chromosome X;13 balanced translocation of uncertain significance revealed that this translocation disrupted the functioning of four separate genes (NBEA, PDK3, MAB21L1, and RB1) previously associated with single-gene MCs. Notably, the function of each gene was disrupted via a distinct mechanism that required integration of the four 9omes9 to resolve. These included nonsense-mediated decay, fusion transcript formation, enhancer adoption, transcriptional readthrough silencing, and inappropriate X chromosome inactivation of autosomal genes. Overall, this highlights the utility of synchronized long-read multi-omic profiling for mechanistically resolving complex phenotypes.