Molecular communication in biology is mediated by protein interactions. According to the current paradigm, the specificity and affinity required for these interactions are encoded in the precise complementarity of binding interfaces. Even proteins that are disordered under physiological conditions or that contain large unstructured regions commonly interact with well-structured binding sites on other biomolecules. Here we demonstrate the existence of an unexpected interaction mechanism: the two intrinsically disordered human proteins histone H1 and its nuclear chaperone prothymosin-α associate in a complex with picomolar affinity, but fully retain their structural disorder, long-range flexibility and highly dynamic character. On the basis of closely integrated experiments and molecular simulations, we show that the interaction can be explained by the large opposite net charge of the two proteins, without requiring defined binding sites or interactions between specific individual residues. Proteome-wide sequence analysis suggests that this interaction mechanism may be abundant in eukaryotes. A high-affinity complex of histone H1 and prothymosin-α reveals an unexpected interaction mechanism, where the large opposite net charge enables the two proteins to remain highly disordered even in the complex. Disordered protein regions have been increasingly implicated in high-affinity protein–protein interactions. However, once the resulting protein complexes have formed, at least one interacting protein partner has been found to be stably folded. Using a suite of independent biophysical approaches, Ben Schuler and colleagues reveal a ultrahigh-affinity (picomolar) complex between two proteins (histone H1 and its nuclear chaperone prothymosin-α) that both remain fully disordered when bound to each other. High-affinity binding results from numerous, dynamic and non-specific electrostatic interactions along the extended chains of the highly charged polypeptides. This structural feature is prevalent among signalling molecules in eukaryotes, including in humans.

ABSTRACT Intrinsically disordered proteins can bind via the formation of highly disordered protein complexes without the formation of 3D-structure. Most naturally occurring proteins are “left-handed” or levorotatory (L), made up only of L-amino acids, imprinting molecular structure and communication with stereochemistry. In contrast, their mirror image “right-handed” or dextrorotatory (D) amino acids are rare in Nature. Whether disordered protein complexes are truly independent of 3D-topology and thus of chiral constraints is not clear. To test the chiral constraints of disordered protein-protein interactions, a set of interacting protein pairs covering the disorder-order continuum was chosen as representative examples. By observing both the natural ligands and their stereochemical mirror images in free and bound states, we discovered that chirality was inconsequential in a fully disordered complex. However, if the interaction relied on the ligand undergoing coupled folding and binding, correct stereochemistry was essential. Between these extremes, binding could be observed for the D-ligand with a strength that correlated with the amount of disorder in the final complex. These findings have important implications for our understanding of protein-protein interactions, the molecular processes leading to complex formation, the use of D-peptides in drug discovery, and the chemistry of protein evolution of the first living entities on Earth.

ABSTRACT Measuring the compaction of a protein or complex is key to understand the interactions within and between biomolecules. Experimentally, protein compaction is often probed either by estimating the radius of gyration ( R g ) obtained from small-angle X-ray scattering (SAXS) experiments or the hydrodynamic radius ( R h ) obtained for example by pulsed field gradient nuclear magnetic resonance (PFG NMR) spectroscopy. PFG NMR experiments generally report on the translational diffusion coefficient, which in turn can be used to estimate R h using an internal standard. Here, we examine the use of 1,4-dioxane as an internal NMR standard to account for sample viscosity and uncertainty about the gradient strength. Specifically, we revisit the basis for the commonly used reference value for the R h of dioxane (2.12 Å) that is used to convert measured diffusion coefficients into a hydrodynamic radius. We follow the same approach that was used to establish the current reference value for the R h by measuring SAXS and PFG NMR data for a set of seven different proteins and using these as standards. Our analysis shows that the current R h reference value for 1,4-dioxane R h (2.12 Å) is underestimated, and we instead suggest a new value of 2.27 Å ± 0.04 Å. Using this updated reference value results in a ∼7% increase in R h values for proteins whose hydrodynamic radius have been measured by PFG NMR. We discuss the implications for ensemble descriptions of intrinsically disordered proteins and evaluation of effect resulting from for example ligand binding, posttranslational modifications, or changes to the environment.

Measuring the compaction of a protein or complex is key to our understanding of the interactions within and between biomolecules. Experimentally, protein compaction is often probed either by estimating the radius of gyration (R